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Pourquoi un prélèvement sanguin à l'échelle ml est-il nécessaire pour effectuer un test sanguin ?


Les substances présentes dans le sang sont présentes à l'échelle microscopique et ont tendance à être invisibles à l'œil nu. Pourquoi un flacon entier de sang (à l'échelle du ml) est-il nécessaire pour évaluer la présence et la concentration de substances, étant donné que les équipements et les tests modernes deviennent de plus en plus sensibles et efficaces ?


Il serait peut-être préférable de considérer la technologie d'échantillonnage, les problèmes économiques et logistiques avec cette question ainsi que la technologie derrière les tests.

Premièrement, certains tests demanderont encore quelques millilitres de sang - par ex. nombre de cellules pour des types de cellules spécifiques. Ensuite, il est nécessaire de créer et de stocker de nombreux types différents de dispositifs de collecte d'échantillons et de former les centres de collecte à les utiliser efficacement - l'industrie ne voudra pas se réoutiller complètement chaque fois que le volume requis pour les tests change.

Principalement, étant donné que les frais de collecte et d'expédition de quelques millilitres de sang sont à peu près identiques à ceux de quelques microlitres de sang, ce qui s'est passé, c'est que les tubes sont utilisés pour effectuer plusieurs dosages avec un excès inclus au cas où un dosage devrait être refait.

Il est probable que tout ce sang collecté actuellement n'est pas du tout nécessaire. Je pense que le coût de la modification de tous les systèmes et protocoles de collecte de sang ne vaut pas le coût de la collecte de la quantité minimale exacte de sang nécessaire. Le bénéfice pour le patient ou le laboratoire entre le prélèvement de 3 à 5 ml de sang et le prélèvement de 50 microlitres de sang à expédier pour analyse en laboratoire est probablement proche de zéro.

Avoir plus de sang que nécessaire ne nuit pas au laboratoire s'il doit répéter le test ou lorsque vous devez utiliser l'échantillon pour plus d'un test différent.


@shigeta apporte d'autres raisons intéressantes, mais je pense que le principal problème avec les petits tirages est le manque de représentativité.

Je suppose que vous espérez que quelque chose de "nanotainers" Theranos remplacera les prises de sang d'aujourd'hui. Le fait est que la première goutte de sang n'est pas la plus représentative du sang total. Par exemple, les gouttes de sang prélevées par piqûres au doigt ne sont pas très similaires. s'ils diffèrent entre eux, ils sont susceptibles de différer du reste du sang. Cette variabilité est probablement la raison pour laquelle les tests Theranos se sont révélés assez variables.

Pour certains tests, cela peut ne pas avoir d'importance. Les tests de glycémie à domicile à la maison sont généralement acceptables, mais même ceux-ci sont accompagnés d'un avertissement indiquant que les résultats sont quelque peu inexacts. Pour d'autres, une telle variabilité ne peut être tolérée. Ils peuvent être trop coûteux ou trop urgents pour permettre des répétitions en cas de résultat limite. Ils peuvent être si effrayants que les faux positifs doivent être évités autant que possible. Dans tous ces cas, les tests doivent être exécutés dans les conditions les plus représentatives.

Plus de sang collecté consiste essentiellement en plusieurs gouttes en moyenne. De nombreux tests sont effectués sur un très petit échantillon de sang - plus petit qu'une goutte. Le prélèvement de cet échantillon dans un plus grand bassin de sang rend les lectures plus représentatives du reste du sang.


Il existe des centaines de tests, mais beaucoup nécessitent des technologies différentes, il est donc presque impossible de tous les extraire d'une seule goutte.

Pour une grande partie de vos tests sanguins de chimie/immunologie moyens, le sang doit être transporté de manière à maintenir le sang liquide afin que les tubes de prélèvement contiennent des anticoagulants. L'analyse consiste à pipeter des microlitres de plasma dans une cuvette où différents réactifs sont ajoutés et la réaction chimique qui s'ensuit est surveillée par un spectrophotomètre qui détecte divers produits chimiques par des longueurs d'onde sélectionnées qui sont absorbées ou émises. Cela nécessite que les globules rouges soient retirés avant que l'échantillon puisse être analysé (ils bloqueraient la lumière), de sorte que les tubes de collecte ont un gel au fond et l'échantillon est centrifugé avant l'analyse afin que les globules sanguins soient enfouis dans le gel et la sonde de l'analyseur peut alors extraire uniquement le plasma clair au-dessus d'elle. Chaque test doit être effectué dans sa propre cuve, sinon les réactions seraient toutes mélangées et il ne serait pas possible de quantifier les tests séparément. En utilisant cette approche, nous pouvons actuellement exécuter environ 50 essais quantitatifs sur unmlou deux de sang. Certains tests nécessitent différents types de tubes pour diverses raisons, de sorte qu'ils peuvent collecter un tube à bouchon rouge et un tube à bouchon vert alors qu'autrement un seul tube ferait l'affaire, et, comme d'autres l'ont dit, un excès est collecté pour permettre des réexécutions ou des tests supplémentaires qui votre médecin peut spécifier après avoir vu vos premiers résultats. Si vous ne préleviez qu'une petite goutte de sang (comme dans les lecteurs de glycémie portables), vous ne seriez pas en mesure de la retirer du tube de prélèvement et de la placer dans les multiples cuvettes de réaction/mesure.

Il existe des technologies qui détectent par ex. De l'ADN sur une puce qui pourrait éventuellement détecter plusieurs virus et objets à partir d'une seule goutte de sang, mais ils reposent fondamentalement sur une chimie/physique sous-jacente qui les rendrait probablement à usage unique s'ils étaient connectés à un téléphone. Bien qu'ils soient très spécifiques, cela a tendance à les rendre bons pour détecter des choses qualitativement (avez-vous le VIH ou le HEP-C ?) mais ne les rendra probablement pas bons pour un test quantitatif (combien de potassium ou de glutamate ). Et essayer de combiner cela avec, par ex. compter les globules rouges et blancs est peu probable à ce stade. Mais la technologie s'améliore constamment.


Niveaux de plomb dans le sang chez les enfants

Protéger les enfants contre l'exposition au plomb est important pour une bonne santé tout au long de la vie. Aucun niveau de plomb dans le sang sûr chez les enfants n'a été identifié. Il a été démontré que même de faibles niveaux de plomb dans le sang affectent le QI, la capacité d'attention et la réussite scolaire. Bien que les effets de l'empoisonnement au plomb soient permanents, s'ils sont détectés tôt, il y a des choses que les parents peuvent faire pdf icon [PDF &ndash 234 KB] pour éviter une exposition supplémentaire et réduire les dommages à la santé de leur enfant.

La mesure la plus importante que les parents, les médecins et d'autres personnes peuvent prendre est de prévenir l'exposition au plomb avant qu'elle ne se produise.

L'exposition au plomb se produit lorsqu'un enfant entre en contact avec du plomb en le touchant, en avalant ou en respirant du plomb ou de la poussière de plomb. Le plomb pénètre rapidement dans le sang et peut nuire à la santé de votre enfant. Même après avoir éliminé les dangers du plomb dans l'environnement d'un enfant, les taux sanguins ne baissent pas tout de suite, la prévention est donc essentielle.

Les effets de l'exposition sur la santé sont plus nocifs pour les enfants de moins de six ans parce que leur corps continue de se développer et de grandir rapidement.

Les jeunes enfants ont également tendance à mettre leurs mains ou d'autres objets, qui peuvent être contaminés par de la poussière de plomb, dans leur bouche, de sorte qu'ils sont plus susceptibles d'être exposés au plomb que les enfants plus âgés.

Le plomb est rapidement absorbé dans la circulation sanguine. Une fois qu'un enfant ingère du plomb, sa plombémie augmente. Une fois que l'exposition d'un enfant au plomb cesse, la quantité de plomb dans le sang diminue progressivement. Le corps de l'enfant libère une partie du plomb dans l'urine, la sueur et les selles. Le plomb est également stocké dans les os. Cela peut prendre des décennies pour que la quantité de plomb stockée dans les os diminue.

De nombreux facteurs affectent la façon dont le corps d'un enfant gère l'exposition au plomb, notamment :

  • Âge de l'enfant.
  • L'état nutritionnel.
  • Durée pendant laquelle l'enfant a été exposé.
  • Présence d'autres problèmes de santé sous-jacents.

Bien que le plomb dans le sang ne représente qu'une partie de la quantité totale de plomb présente dans le corps, un test de plombémie est le meilleur moyen disponible pour évaluer l'exposition d'une personne au plomb.

Un test sanguin est le moyen le meilleur et le plus facilement disponible pour déterminer si un enfant a été exposé au plomb. Si votre enfant a peut-être été exposé au plomb, parlez à votre professionnel de la santé de la possibilité de faire un test de plombémie. Sur la base des résultats des tests de plombémie de votre enfant, les prestataires de soins de santé peuvent recommander des actions et des soins de suivi.

Au cours d'un test de plomb dans le sang, une petite quantité de sang est prélevée sur le doigt ou le bras et testée pour le plomb. Deux types de tests sanguins peuvent être utilisés.

  • UNE test par piqûre au doigt ou capillaire est généralement la première étape pour déterminer si un enfant a une plombémie élevée. Alors que les tests par piqûre au doigt peuvent fournir des résultats rapides, ils peuvent également produire des résultats plus élevés si du plomb sur la peau est capturé dans l'échantillon. Pour cette raison, un test par piqûre au doigt qui montre un résultat élevé est généralement suivi d'un deuxième test pour confirmer.
  • UNE prise de sang veineux prend le sang de la veine de l'enfant. Ce type de test peut prendre quelques jours pour recevoir les résultats et est souvent utilisé pour confirmer les niveaux élevés de plomb dans le sang observés lors du premier test capillaire.

La plupart des enfants qui ont du plomb dans le sang ne présentent aucun symptôme immédiat évident. Si un enfant peut avoir été exposé au plomb, les parents devraient parler à leur fournisseur de soins de santé pour qu'ils fassent un test de plombémie. Les prestataires de soins de santé et la plupart des services de santé locaux peuvent tester la présence de plomb dans le sang. De nombreuses polices d'assurance privées couvrent les frais de dépistage du plomb dans le sang. Les enfants couverts par Medicaid peuvent bénéficier de tests gratuits.

La quantité de plomb dans le sang est appelée plombémie, qui est mesurée en microgrammes de plomb par décilitre de sang (&mug/dL). Le CDC utilise actuellement une valeur de référence de plomb dans le sang de 5 microgrammes par décilitre pour identifier les enfants dont le taux de plomb dans le sang est supérieur à celui de la plupart des enfants. Cette valeur est basée sur la population américaine d'enfants âgés de 1 à 5 ans qui font partie des 2,5 pour cent les plus élevés des enfants lorsqu'ils sont testés pour le plomb dans leur sang.

Si un enfant a une plombémie élevée, son médecin peut recommander des services de suivi. Il s'agit notamment de trouver et d'éliminer le plomb de l'environnement de l'enfant, de lui donner une alimentation riche en fer et en calcium, de le mettre en contact avec des services d'éducation précoce et de planifier des tests sanguins de suivi. L'identification précoce des niveaux élevés de plomb dans le sang est essentielle pour réduire les effets à long terme de l'exposition au plomb. Si un enfant a des niveaux très élevés de plomb dans le sang, les fournisseurs de soins de santé peuvent recommander d'autres types de tests (comme une radiographie) ou une thérapie de chélation pour éliminer une partie du plomb dans le sang.

Pour plus d'informations sur les soins aux enfants présentant des niveaux élevés de plomb dans le sang, reportez-vous aux actions recommandées par le CDC en fonction du niveau de plomb dans le sang.

Bien que le plomb puisse être trouvé dans de nombreux endroits dans l'environnement des enfants, l'exposition au plomb est évitable. La clé est d'empêcher les enfants d'entrer en contact avec le plomb. Les parents peuvent prendre des mesures simples pour rendre leurs maisons plus sécuritaires pour le plomb. Pour plus d'informations, reportez-vous à Prévention de l'empoisonnement au plomb.


Tests sanguins pour la polyarthrite rhumatoïde

Les tests sanguins de polyarthrite rhumatoïde que les médecins effectuent pour aider à diagnostiquer la maladie comprennent :

  • Facteur rhumatoïde (FR)
  • Peptide Citrulliné Cyclique (CCP)
  • Taux de sédimentation des érythrocytes (ESR)
  • Protéine C-réactive (CRP)
  • Anticorps antinucléaire (ANA)

Aucun de ces tests ne peut conclure singulièrement qu'un patient souffre de polyarthrite rhumatoïde. Les médecins examinent plutôt les résultats combinés de tous, ainsi qu'un certain nombre d'autres critères, notamment les symptômes physiques et la génétique, afin d'établir un diagnostic de polyarthrite rhumatoïde.


Toucher rectal (DRE)

Pour un toucher rectal (DRE), le médecin insère un doigt ganté et lubrifié dans le rectum pour détecter les bosses ou les zones dures de la prostate qui pourraient être cancéreuses. Comme le montre l'image ci-dessous, la prostate est juste en face du rectum. Les cancers de la prostate commencent souvent dans la partie arrière de la glande et peuvent parfois être ressentis lors d'un examen rectal. Cet examen peut être inconfortable (surtout pour les hommes qui ont des hémorroïdes), mais il n'est généralement pas douloureux et ne prend que peu de temps.


Test de confirmation

Certains micro-organismes autres que les coliformes produisent également des acides et des gaz à partir de la fermentation du lactose. Afin de confirmer la présence de coliformes, un test de confirmation est effectué.

  1. 3 mL de bouillon lactose ou tube de fermentation lactose vert brillant,
  2. à une pente de gélose et
  3. 3 ml d'eau tryptone.

Incuber les tubes de fermentation en bouillon lactose inoculés à 37°C et inspecter la formation de gaz après 24 ± 2 heures. Si aucune production de gaz n'est observée, poursuivre l'incubation jusqu'à un maximum de 48 ± 3 heures pour vérifier la production de gaz.

Les géloses inclinées doivent être incubées à 37°C pendant 24± 2 heures et Préparations colorées au Gram fabriqués à partir des pentes doivent être examinés au microscope.

La formation de gaz dans le bouillon lactose et la mise en évidence de bacilles à Gram négatif non sporulés dans la gélose correspondante indiquent la présence de un membre du groupe des coliformes dans l'échantillon examiné.

L'absence de formation de gaz dans le bouillon lactose ou l'absence de mise en évidence de bacilles à Gram négatif non sporulés dans la pente de gélose correspondante constitue un test négatif (absence de coliformes dans l'échantillon testé).

  1. Incuber l'eau tryptone à (44,5 ± 0,2°C) pendant 18-24 heures
  2. Après incubation, ajouter environ 0,1 ml de réactif Kovacs et mélanger doucement.
  3. Les présence d'indoleest indiqué par une coloration rouge dans le réactif de Kovacs, formant un film sur la phase aqueuse du milieu.

une. Des tests de confirmation positifs pour l'indole, la croissance et la production de gaz montrent la présence de thermotolérant E. coli.
b. La croissance et la production de gaz en l'absence d'indole confirment des coliformes thermotolérants.


Comment traiter l'hypoglycémie ?

Si vous commencez à ressentir un ou plusieurs symptômes d'hypoglycémie, vérifiez votre glycémie. Si votre glycémie est inférieure à votre objectif ou inférieure à 70, mangez ou buvez immédiatement 15 grammes de glucides. Les exemples comprennent

  • quatre comprimés de glucose ou un tube de gel de glucose
  • 1/2 tasse (4 onces) de jus de fruits - pas de sucre à faible teneur en calories ou réduit *
  • 1/2 boîte (4 à 6 onces) de soda - pas de sucre faible en calories ou réduit
  • 1 cuillère à soupe de sucre, de miel ou de sirop de maïs
  • 2 cuillères à soupe de raisins secs

Attendez 15 minutes et vérifiez à nouveau votre glycémie. Si votre taux de glucose est toujours bas, mangez ou buvez encore 15 grammes de glucose ou de glucides. Vérifiez à nouveau votre glycémie après 15 minutes supplémentaires. Répétez ces étapes jusqu'à ce que votre glycémie soit revenue à la normale.

Si votre prochain repas est dans plus d'une heure, prenez une collation pour maintenir votre glycémie dans la plage cible. Essayez des craquelins ou un fruit.

*Les personnes atteintes d'une maladie rénale ne devraient pas boire de jus d'orange pour leurs 15 grammes de glucides, car il contient beaucoup de potassium. Le jus de pomme, de raisin ou de canneberge sont de bonnes options.

Si votre glycémie est inférieure à votre objectif, prenez immédiatement 15 grammes de glucose ou de glucides.

Traiter l'hypoglycémie si vous prenez de l'acarbose ou du miglitol

Si vous prenez de l'acarbose ou du miglitol avec des médicaments contre le diabète pouvant provoquer une hypoglycémie, vous devrez prendre des comprimés de glucose ou du gel de glucose si votre glycémie est trop basse. Manger ou boire d'autres sources de glucides n'augmentera pas votre glycémie assez rapidement.


Chapitre 11 : Tests de sensibilité aux antimicrobiens de Neisseria meningitidis, Haemophilus influenzae, et Streptococcus pneumoniae

Chaque laboratoire doit décider de son propre niveau de test de sensibilité pour fournir les données essentielles pour la prise de décision en matière de santé publique concernant cette situation de laboratoire. N. meningitidis, H. influenzae, et S. pneumoniae ont tous été associés à des échecs thérapeutiques ou chimioprophylactiques dus à des souches résistantes ou ayant une sensibilité réduite aux antimicrobiens utilisés. Outre la surveillance des échecs cliniques ou chimioprophylactiques, la surveillance des profils de sensibilité aux antibiotiques des souches circulantes de N. meningitidis, H. influenzae, et S. pneumoniae fait partie de la surveillance de l'émergence et de la propagation des souches à sensibilité réduite aux antimicrobiens. Pour qu'un laboratoire puisse assumer avec succès ses responsabilités en matière d'isolement, d'identification et de test de sensibilité aux antimicrobiens, il doit participer à des investissements continus dans les matériaux, les fournitures, les milieux, les réactifs et le contrôle qualité, ainsi qu'une formation périodique du personnel et une évaluation de la qualité ou des compétences. essai. Tout écart par rapport aux méthodes de test de sensibilité aux antimicrobiens décrites dans les pages suivantes peut invalider les résultats du test, en particulier pour les organismes exigeants tels que N. meningitidis, H. influenzae, et S. pneumoniae.

Les méthodes de test de sensibilité aux antimicrobiens doivent être effectuées conformément aux directives cliniques internationalement reconnues telles que celles fournies par le Clinical and Laboratory Standards Institute (CLSI) (anciennement appelé National Committee on Clinical Laboratory Standards & ndash NCCLS) (https://www.clsi .org/), qui est une organisation éducative internationale, interdisciplinaire et à but non lucratif qui développe chaque année des normes et des directives consensuelles mises à jour pour la communauté des soins de santé. Le Comité de l&rsquoAntibiogramme de la Société Française de Microbiologie (CA-SFM) external icon et le European Committee on Antimicrobial Susceptibility Testing (EUCAST) external icon , dont les principaux objectifs sont d'harmoniser les seuils pour les agents antimicrobiens en Europe, pour agir en tant que comité du seuil pour l'Agence européenne des médicaments (EMEA) lors de l'enregistrement de nouveaux agents antimicrobiens, et de fournir également des directives cliniques reconnues internationalement. Les objectifs généraux de ces comités sont de fournir des lignes directrices significatives pour l'interprétation clinique et épidémiologique des résultats.

Il existe diverses méthodes permettant de déterminer la sensibilité antimicrobienne d'un agent pathogène bactérien, notamment la diffusion sur disque, la dilution sur gélose ou la microdilution en bouillon et la diffusion par bandelette à gradient antimicrobien (14). La méthode de diffusion sur disque présentée dans ce chapitre est une modification de la technique de Kirby-Bauer qui a été soigneusement standardisée par le CLSI et d'autres. Si elle est effectuée précisément selon le protocole suivant, cette méthode produira des données qui peuvent prédire de manière fiable le in vivo l'efficacité du médicament en question. Bien que la diffusion sur disque fournisse des informations pour la plupart des agents antimicrobiens concernant l'interprétation d'une souche comme sensible, intermédiaire ou résistante, elle ne fournit pas d'informations précises sur la concentration minimale inhibitrice (CMI). De plus, la diffusion sur disque ne produit pas de résultats fiables avec certaines combinaisons antibiotique/organisme, comme pour la pénicilline G dans N. meningitidis et S. pneumoniae. Par conséquent, ce manuel de laboratoire recommande également l'utilisation de la diffusion par bande de gradient antimicrobien pour recueillir des données sur la CMI des agents antimicrobiens.

Les bandes de gradient antimicrobien sont une méthode de test de sensibilité aux antimicrobiens qui est techniquement aussi simple à réaliser que la diffusion sur disque et produit des résultats semi-quantitatifs qui sont mesurés en microgrammes par millilitre (µg/ml). Il est spécifique au médicament, se compose d'une fine bande de gradient d'antibiotique en plastique qui est appliquée sur une plaque de gélose ensemencée, et est pratique en ce qu'il applique les principes de la diffusion sur gélose pour effectuer des tests semi-quantitatifs. Le gradient de concentration continu d'antibiotique séché stabilisé est équivalent à 15 dilutions au double par une procédure MIC de référence conventionnelle comme suggéré par le CLSI. Des bandelettes de test à gradient antimicrobien ont été comparées et évaluées en plus des méthodes de test de sensibilité à la fois par gélose et par dilution en bouillon recommandées par le CLSI. Des rapports faisant autorité indiquent qu'un

Une corrélation de 85 à 100 % existe entre les déterminations de CMI conventionnelles acceptées et la CMI déterminée par la procédure de bandelette de test pour une variété de combinaisons organisme-médicament (2, 3, 9, 10). Certaines études ont cité les CMI des bandelettes réactives à gradient comme étant environ une dilution plus élevées que les CMI déterminées par les méthodes de dilution standard.

Les tests de CMI peuvent également être effectués par dilution, mais comme la dilution en gélose et la microdilution en bouillon sont coûteuses et techniquement complexes, ce manuel recommande aux pays qui ne pratiquent pas actuellement les tests de CMI par dilution d'utiliser un laboratoire de référence plutôt que de développer le test dans le pays. Alternativement, si les ressources sont disponibles, les laboratoires peuvent acheter des panneaux MIC congelés disponibles dans le commerce et suivre les instructions du fabricant pour effectuer le test MIC. Il est important de noter que l'exactitude et la reproductibilité de ces tests dépendent du respect des procédures et des conditions de test standard de contrôle qualité/assurance qualité (CQ/QA) dans les laboratoires sur une base continue.

Ce guide décrit les milieux optimaux, l'inoculum, les agents antimicrobiens à tester, les conditions d'incubation et l'interprétation des résultats pour N. meningitidis, H. influenzae, et S. pneumoniae proposé par le CLSI, le CA-SFM et l'EUCAST. Dans plusieurs cas, le diamètre de la zone et les normes d'interprétation MIC diffèrent pour le même antimicrobien entre CLSI, CA-SFM et EUCAST. Ces différences surviennent pour de nombreuses raisons, notamment : différentes bases de données de données de sensibilité, des différences dans l'interprétation de ces données, des différences dans les antimicrobiens et les dosages utilisés dans différentes parties du monde, et les politiques de santé publique. Les normes d'interprétation proposées par les 3 organisations doivent être traitées comme des lignes directrices et peuvent être modifiées pour répondre aux besoins de la région. Il incombe au laboratoire et au système de santé publique de rester attentifs aux échecs de traitement clinique et aux tendances de diminution de la sensibilité aux antimicrobiens, quel que soit l'ensemble de normes d'interprétation utilisé.

  1. Recommandations du programme de sensibilité aux antimicrobiens Les tests de sensibilité aux antimicrobiens sont une activité gourmande en ressources nécessitant une quantité importante de main-d'œuvre, des techniciens bien formés et des processus de contrôle de la qualité qui doivent être maintenus. Chaque laboratoire envisageant de lancer un programme de tests doit effectuer une analyse coûts-avantages pour déterminer la quantité de tests qui peut être effectuée sans affecter négativement les autres fonctions du laboratoire. Alors que la situation de test optimale serait d'effectuer des tests de sensibilité sur tous les isolats entrants, il est peu probable que cela soit pratique ou économique. Les tests de sensibilité d'un sous-ensemble d'isolats endémiques et épidémiques (c'est-à-dire tous les 10 isolats) fourniraient des données utiles. Lors d'une épidémie causée par une souche clonale, un test tous les 25 isolats peut être suffisant. Ces chiffres sont arbitraires et peuvent devoir être révisés en fonction de l'évolution de la situation épidémiologique. Si un isolat s'avère résistant à un antimicrobien donné, il serait prudent de tester davantage d'isolats épidémiologiquement associés à l'isolat résistant. effectué. Un réseau de communication doit être mis en place pour permettre aux cliniciens d'informer les responsables de la santé publique de l'échec potentiel du traitement et d'expédier les échantillons provenant d'échecs suspects de traitement ou de chimioprophylaxie au laboratoire de référence pour des tests de sensibilité. Un mécanisme doit également exister pour permettre aux cliniciens et aux responsables de la santé publique de recevoir les données de sensibilité en temps opportun. En outre, un réseau de communication devrait inclure des liens vers les pharmacies et les pharmaciens pour surveiller les changements dans les pratiques de prescription et l'utilisation des antibiotiques. Les changements peuvent refléter des échecs du traitement et/ou de la chimioprophylaxie et peuvent justifier une enquête plus approfondie. Contrôle de qualité pour les tests de sensibilité aux antimicrobiens de N. meningitidis, H. influenzae, et S. pneumoniae Afin d'assurer la validité et l'exactitude des résultats obtenus par les tests de sensibilité, il est essentiel qu'un système de contrôle qualité (CQ) soit en place dans le laboratoire. Les objectifs du CQ sont de vérifier la répétabilité et l'exactitude du test de sensibilité utilisé, les performances des réactifs utilisés dans les tests et les performances des laboratoires effectuant les tests et lisant les résultats. Par conséquent, il est essentiel d'inclure des organismes de contrôle avec des diamètres de zone connus ou des plages de CMI aux antibiotiques testés. Le CLSI, le CA-SFM et l'EUCAST ont recommandé des souches qui doivent être utilisées comme contrôles de qualité pour les tests de sensibilité aux antimicrobiens. Voir les tableaux 1-5 pour les contraintes et les limites à la fois pour la diffusion sur disque et la détermination de la CMI recommandées par CLSI, CA-SFM et EUCAST. Un laboratoire doit choisir la ou les souches de CQ à utiliser en fonction des antimicrobiens à tester pour la sensibilité. Si les tests de CQ des tests antimicrobiens sont effectués quotidiennement pendant 20 ou 30 jours pour chaque combinaison de souche et d'agent antimicrobien avec pas plus 20 tests en dehors des limites de contrôle (voir Tableaux 1-5), puis les tests peuvent être effectués une fois par semaine. Alternativement, si les tests sont effectués moins fréquemment, les tests de CQ doivent être effectués avec chaque groupe de tests. Ils doivent également être effectués avec chaque nouveau lot de milieu de test de sensibilité aux antimicrobiens et chaque fois qu'un nouveau lot de disques ou de bandes de gradient est utilisé. Notez que les directives CLSI sur le contrôle qualité et les points de rupture se trouvent dans le document : Normes de performance pour les tests de susceptibilité aux antimicrobiens, vingt et unième supplément d'information (5).
    1. Action corrective pour les résultats de contrôle qualité hors limites Adapté de :
      1. CLSI. Normes de performance pour les tests de sensibilité des disques antimicrobiens approuvés Standard&mdashTenth Edition. Document CLSI M2-A10. Wayne, PA : Institut des normes cliniques et de laboratoire 2009, p 27-33.
      2. CLSI. Normes de performance pour les tests de sensibilité des disques antimicrobiens approuvés Standard&mdashTenth Edition. Document CLSI M2-A10. Wayne, PA : Institut des normes cliniques et de laboratoire 2009, p 27-33.

      Les résultats du CQ seront périodiquement hors de la plage normale. Si les diamètres de zone ou les CMI produits par les souches de contrôle sont en dehors des plages attendues, le laboratoire doit prendre en compte les sources d'erreur possibles suivantes :

      • Les tests de sensibilité aux antimicrobiens sont affectés par les variations du milieu, de la taille de l'inoculum ou de la phase de croissance, du temps d'incubation, de la température et d'autres facteurs environnementaux. Le support utilisé peut être une source d'erreur s'il n'est pas conforme aux directives recommandées par CLSI, CA-SFM ou EUCAST. Par exemple, une gélose contenant des quantités excessives de thymidine ou de thymine peut inverser les effets inhibiteurs des sulfamides et du triméthoprime, ce qui rend les zones d'inhibition de la croissance plus petites ou moins distinctes. Les organismes peuvent sembler résistants à ces médicaments alors qu'en réalité ils ne le sont pas. Les directives QC/QA pour la préparation des supports doivent être suivies de près.
      • Si la profondeur de la gélose dans la plaque n'est pas uniformément de 3 à 4 mm, la vitesse de diffusion des agents antimicrobiens ou l'activité des médicaments peuvent être affectées.
      • Si le pH du milieu d'essai n'est pas compris entre 7,2 et 7,4, la vitesse de diffusion des agents antimicrobiens ou l'activité des médicaments peuvent être affectées. Remarque : n'essayez pas d'ajuster le pH du milieu d'essai gélosé Mueller-Hinton s'il est en dehors de la plage.

      Tableau 1. Recommandations du CLSI pour les limites acceptables pour les souches de contrôle qualité utilisées pour surveiller la précision de la diffusion sur disque de Kirby-Bauer

      Matériel protégé par copyright utilisé avec la permission du Clinical and Laboratory Standards Institute, 940 West Valley Road, Suite 1400, Wayne, PA, USA 19087, www.clsi.org.

      Document CLSI M100-S21 2011, pp 114-117.

      Recommandations du CLSI pour les limites acceptables des souches de contrôle qualité utilisées pour surveiller la précision de la diffusion du disque Kirby-Bauer
      Antimicrobien
      Agent
      Disque
      Teneur
      E. coli 1
      ATCC 25922 2
      diamètre de la zone, mm entier le plus proche
      H. influenzae 3
      ATCC 49427
      diamètre de la zone, mm entier le plus proche
      S. pneumoniae 4
      ATCC 49619
      diamètre de la zone, mm entier le plus proche
      Ampicilline 10 µg 16-22 13-21 30-36
      Ceftriaxone 30 µg 29-35 31-39 30-35
      Ciprofloxacine 5 µg 30-40 34-42 -5
      Érythromycine 15 µg &ndash &ndash 25-30
      Pénicilline 10 unités &ndash &ndash 24-30
      Rifampicine 5 µg 8-10 22-30 25-30
      Triméthoprime-sulfaméthoxazole (cotrimoxazole) 6 1,25/23,75 µg 23-29 24-32 20-28

      Notes de bas de page

      1 Les valeurs sont valables pour tester cette souche QC sur gélose Mueller-Hinton sans sang ni autres suppléments.

      2 ATCC : American Type Culture Collection, Manassas, Virginie, États-Unis. http://www.atcc.org/.

      3 Les valeurs sont valides pour tester cette souche QC sur Haemophilus milieu d'essai incubé dans 5% de CO2 pendant 16-18 heures à 35°C.

      4 Les valeurs sont valides pour tester cette souche QC sur gélose Mueller-Hinton additionnée de 5 % de sang de mouton défibriné incubé dans 5 % de CO2 pendant 16-18 heures à 35°C.

      6 Le triméthoprime-sulfaméthoxazole est une combinaison de deux médicaments utilisés dans le traitement (cotrimoxazole). Le rapport 1:20 est celui auquel la plus grande synergie de traitement a été démontrée dans le sérum. Les disques sont imprégnés de 1,25 µg de triméthoprime et de 23,75 µg de sulfaméthoxazole pour imiter le rapport 1:20.

      Tableau 2. Recommandations du CLSI pour les limites acceptables pour les souches QC utilisées pour surveiller la précision des concentrations minimales inhibitrices (CMI)

      Matériel protégé par copyright utilisé avec la permission du Clinical and Laboratory Standards Institute, 940 West Valley Road, Suite 1400, Wayne, PA, USA 19087, www.clsi.org.

      Document CLSI M100-S21 2011, pp 122-125.

      Recommandations du CLSI pour les limites acceptables pour les souches QC utilisées pour surveiller l'exactitude des concentrations minimales inhibitrices (CMI)
      Antimicrobien
      Agent
      E. coli 1
      ATCC 25922
      (µg/ml)
      H. influenzae 2
      ATCC 49427
      (µg/ml)
      S. pneumoniae 3
      ATCC 49619
      (µg/ml)
      Ampicilline 2-8 2-8 0.06-0.25
      Ceftriaxone 0.03-0.12 0.06-0.25 0.03-0.12
      Ciprofloxacine 0.004-0.015 4 0.004-0.03 -5
      Érythromycine &ndash &ndash 0.03-0.12
      Pénicilline &ndash &ndash 0.25-1
      Rifampicine 4-16 0.25-1 0.015-0.06
      Tétracycline 0.5-2 4-32 0.06-0.5
      Triméthoprime-sulfaméthoxazole (cotrimoxazole) 6 &le0.5/9.5 0.03/0.59-0.25/4.75 0.12/2.4-1/19

      Notes de bas de page

      1 Les valeurs sont valides pour tester cette souche QC sur du bouillon Mueller-Hinton ajusté en cations (CAMHB) sans sang ni autres suppléments.

      2 Les valeurs sont valides pour tester cette souche QC sur Haemophilus tester le bouillon moyen incubé à l'air ambiant pendant 20-24 heures à 35°C.

      3 Les valeurs sont valides pour tester cette souche QC sur CAMHB avec du sang de cheval lysé (2,5-5,0 % v/v) incubé dans 5 % de CO2 ou air ambiant pendant 20-24 heures à 35°C. Notez que pour S. pneumoniae qui n'est pas ATCC 49619, les plaques doivent être incubées à l'air ambiant.

      4 Les limites de CQ sont les mêmes pour la ciprofloxacine si E. coli ATCC 25922 est testé dans CAMHB avec du sang de cheval lysé (2,5-5,0 % v/v).

      6 Le triméthoprime-sulfaméthoxazole est une combinaison de deux médicaments utilisés dans le traitement (cotrimoxazole). La plus grande synergie dans le sérum a été trouvée lorsque les deux médicaments sont dans un rapport de 1:20, donc les points de rupture sont donnés à un rapport de 1/20 de triméthoprime/sulfaméthoxazole, c'est-à-dire &le0,5 µg/ml de triméthoprime/9,5 µg/ml de sulfaméthoxazole .

      Tableau 3. Recommandations CA-SFM pour les limites acceptables pour les souches QC utilisées pour surveiller la précision de la diffusion du disque Kirby-Bauer et pour surveiller la précision de la CMI

      Les limites de QC de diffusion du disque Kirby-Bauer sont données pour E. coli CIP 7624 et S. aureus Les limites CIP 7625 et MIC QC sont données pour S. pneumoniae CIP 107808. De nombreux antibiotiques répertoriés dans ce chapitre n'ont pas de limites de CQ définies par CA-SFM.

      Comité de L&rsquoAntibiogramme de la Sociéée Française de Microbiologie, Sociééée Française de Microbiologie, Recommandations 2010, p8.

      Recommandations CA-SFM pour les limites acceptables pour les souches QC utilisées pour surveiller la précision de la diffusion du disque Kirby-Bauer et pour surveiller la précision de la CMI
      Antimicrobien
      Agent
      Disque
      Teneur
      E. coli 1
      CIP 7624 2
      diamètre de la zone, mm entier le plus proche
      Staphylococcus aureus 1
      CIP 7625 3
      diamètre de la zone, mm entier le plus proche
      S. pneumoniae 4
      CIP 104485
      (µg/ml)
      Céfotaxime 30 µg 32.5-37.5 &ndash 5 0.03-0.25
      Ciprofloxacine 5 µg 31-38 &ndash &ndash
      Érythromycine 15 unités &ndash 26.5-31.5 &ndash
      Pénicilline G 6 µg
      (10 unités)
      &ndash 31-38.5 0.125-0.5
      Rifampicine 30 µg &ndash 34.0-39.0 &ndash
      Triméthoprime-sulfaméthoxazole (cotrimoxazole) 6 1,25/23,75 µg 25.5-30.5 28.0-32.5 &ndash

      Notes de bas de page

      1 Les valeurs sont valides pour tester cette souche QC sur une gélose Mueller-Hinton, McFarland 0.5, incubée à l'air ambiant pendant 20-24 h à 35-37°C.

      2 CIP : Collection de Bactéries de l´ Institut Pasteur, Paris, France http://www.crbip.pasteur.fr/. Cette souche est équivalente à E. coli ATCC 25922.

      3 CIP : Cette souche est équivalente à S. aureus ATCC 25923.

      4 Les valeurs sont valables pour tester cette souche QC sur gélose Mueller-Hinton additionnée de 5% de sang de mouton, McFarland 0,5, incubée à l'air ambiant pendant 18-24 h à 35-37°C. Pour le cotrimoxazole, utilisez un supplément de gélose Mueller-Hinton avec 5 % de sang de cheval hémolysé.

      6 Le triméthoprime-sulfaméthoxazole est une combinaison de deux médicaments utilisés dans le traitement (cotrimoxazole). Le rapport 1:20 est celui auquel la plus grande synergie de traitement a été démontrée dans le sérum. Les disques sont imprégnés de 1,25 µg de triméthoprime et de 23,75 µg de sulfaméthoxazole pour imiter le rapport 1:20.

      Tableau 4. Recommandations EUCAST pour les limites acceptables pour les souches de CQ utilisées pour surveiller la précision de la diffusion sur disque de Kirby-Bauer

      Les données proviennent du site Web du Comité européen sur les tests de sensibilité aux antimicrobiens (EUCAST) external icon , version 1.3, décembre 2010. De plus amples informations sont disponibles sur ce site Web.

      Recommandations EUCAST pour les limites acceptables pour les souches QC utilisées pour surveiller la précision de la diffusion du disque Kirby-Bauer
      Antimicrobien
      Agent
      Disque
      Teneur
      E. coli 1
      ATCC 25922 2
      diamètre de la zone, mm entier le plus proche
      H. influenzae 3
      ATCC 9334 4
      diamètre de la zone, mm entier le plus proche
      S. pneumoniae 5
      ATCC 49619 6
      diamètre de la zone, mm entier le plus proche
      Ampicilline 2 µg &ndash 7 19-25 25-31
      Ampicilline 10 µg 16-22 &ndash &ndash
      Azithromycine 15 µg &ndash &ndash &ndash
      Benzylpénicilline 1 unité &ndash &ndash 15-21
      Céfotaxime 5 µg 25-31 29-35 28-34
      Ceftriaxone 30 µg 29-35 33-41 32-38
      Chloramphénicol 30 µg 21-27 30-38 24-30
      Ciprofloxacine 5 µg 30-40 31-39 22-28
      Clindamycine 2 µg &ndash &ndash 22-28
      Érythromycine 15 µg &ndash 12-18 26-32
      Lévofloxacine 5 µg 29-37 32-38 21-27
      Méropénem 10 µg 28-34 28-34 30-38
      Acide nalidixique 30 µg 22-28 27-33 &ndash
      Rifampicine 5 µg &ndash 20-26 26-32
      Télithromycine 15 µg &ndash 15-21 27-33
      Tétracycline 30 µg 18-25 28-34 28-34
      Triméthoprime-sulfaméthoxazole (cotrimoxazole) 8 1,25/23,75 µg 23-29 26-34 20-26

      Notes de bas de page

      1 Les valeurs sont valables pour tester cette souche QC sur gélose Mueller-Hinton, McFarland 0.5, air, 35±1ºC, 18±2 heures.

      2 équivalent E. coli Les souches QC sont : NCTC 12241, CIP 7624, DSM 1103 et CCUG 17620 NCTC : National Collection of Type Cultures, PHLS Central Public Health Laboratory, Londres, Royaume-Uni https://www.hpacultures.org.uk/collections/nctc.jsp icône externe CIP : Collection de Bactéries de l´ Institut Pasteur, Paris, France http://www.crbip.pasteur.fr/ DSM : DSMZ Deutsche Sammlung von Mikroorganismen und Zellkulturen GmbH, Braunschweig, Allemagne https://www.dsmz.de / external icon CCUG: Culture Collection, University of Göteborg, Department of Clinical Bacteriology, Göteborg, Suède http://www.ccug.se/ external icon

      3 Les valeurs sont valables pour tester cette souche de contrôle qualité sur gélose Mueller-Hinton avec 5% de sang de cheval et 20 µg/ml NAD, McFarland 0,5, 5% CO2, 35±1ºC, 18±2 heures.

      4 Équivalent H. influenzae Les souches QC sont : NCTC 8468, CIP 54.94 et CCUG 23946.

      5 Les valeurs sont valides pour tester cette souche QC sur gélose Mueller-Hinton avec 5 % de sang de cheval et 20 µg/ml de b-NAD, McFarland 0,5, 5 % CO2, 35±1°C, 18±2 heures.

      6 Les souches QC équivalentes de S. pneumoniae sont : NCTC 12977, CIP 104340, DSM 11967 et CCUG 33638.

      8 Le triméthoprime-sulfaméthoxazole est une combinaison de deux médicaments utilisés dans le traitement (cotrimoxazole). Le rapport 1:20 est celui auquel la plus grande synergie de traitement a été démontrée dans le sérum. Les disques sont imprégnés de 1,25 µg de triméthoprime et de 23,75 µg de sulfaméthoxazole pour imiter le rapport 1:20.

      Tableau 5. Recommandations EUCAST pour les limites acceptables pour les souches de CQ utilisées pour surveiller la précision de la CMI*

      Les données proviennent du site Web du Comité européen sur les tests de sensibilité aux antimicrobiens (EUCAST) external icon , version 1.3, décembre 2010. De plus amples informations sont disponibles sur ce site Web.

      *EUCAST n'a pas encore établi de limites CMI QC pour H. influenzae ATCC 9334

      Recommandations EUCAST pour les limites acceptables pour les souches QC utilisées pour surveiller l'exactitude de la CMI
      Antimicrobien
      Agent
      E. coli 1
      ATCC 25922 2
      (µg/ml)
      S. pneumoniae 3
      ATCC 49619 4
      (µg/ml)
      Ampicilline 2-8 0.064-0.25
      Azithromycine &ndash 5 0.064-0.25
      Benzylpénicilline &ndash -0.25-1
      Céfotaxime 0.032-0.125 0.032-0.125
      Ceftriaxone 0.032-0.125 0.032-0.125
      Chloramphénicol 2-8 2-8
      Ciprofloxacine 0.004-0.016 &ndash
      Clindamycine &ndash 0.032-0.125
      Érythromycine &ndash 0.032-0.125
      Lévofloxacine 0.008-0.064 0.5-2
      Méropénem 0.008-0.064 0.064-0.25
      Acide nalidixique 1-4 &ndash
      Rifampicine &ndash 0.016-0.064
      Télithromycine 0.004-0.032
      Tétracycline &ndash 0.125-0.5
      Triméthoprime-sulfaméthoxazole (cotrimoxazole) 6 &le0.5/9.5 7 0.125/2.4-1/19

      Notes de bas de page

      1 Les valeurs sont valides pour tester cette souche QC sur gélose Mueller-Hinton, McFarland 0.5, air, 35±1°C, 18±2 heures.

      2 équivalent E. coli Les souches QC sont : NCTC 12241, CIP 76.24, DSM 1103 et CCUG 17620.

      3 Les valeurs sont valides pour tester cette souche QC sur gélose Mueller-Hinton avec 5 % de sang de cheval et 20 µg/ml de b-NAD, McFarland 0,5, 5 % CO2, 35±1°C, 18±2 heures.

      4 Équivalent S. pneumoniae Les souches QC sont : NCTC 12977, CIP 104340, DSM 11967 et CCUG 33638.

      6 Le triméthoprime-sulfaméthoxazole est une combinaison de deux médicaments utilisés dans le traitement (cotrimoxazole). La plus grande synergie dans le sérum a été trouvée lorsque les deux médicaments sont à un rapport de 1:20, donc les points de rupture sont donnés à un rapport de 1/20 de triméthoprime/sulfaméthoxazole c'est-à-dire, &le0.12 µg/ml triméthoprime/2,4 µg/ml sulfaméthoxazole .

      7 Cible fixée par la norme internationale ISO 20776-1 : 2006. Aucune plage disponible auprès de l'EUCAST.

      • Si l'inoculum n'est pas une culture pure ou ne contient pas une concentration de bactéries qui se rapproche de la norme de turbidité de 0,5 McFarland, les résultats du test de sensibilité aux antimicrobiens seront affectés. Par exemple, un organisme résistant peut sembler sensible si trop peu de bactéries sont utilisées dans l'inoculum. De plus, même si les isolats sont sensibles, lorsque des colonies issues du milieu gélosé au sang sont utilisées pour préparer une suspension par la méthode de l'inoculum direct, des antagonistes du triméthoprime ou des sulfamides peuvent être entraînés et produire un voile de croissance à l'intérieur des zones d'inhibition entourant le triméthoprime-sulfaméthoxazole. disques (cotrimoxazole). De plus, seules les cultures en phase de croissance, c'est-à-dire les cultures cultivées dans les 20 à 24 heures, doivent être utilisées.

      Si le résultat hors plage est dû à une raison évidente telle que l'utilisation du mauvais disque ou de la mauvaise bande de gradient, l'utilisation de la mauvaise souche de contrôle, une contamination évidente de la souche ou l'utilisation de mauvaises températures ou conditions d'incubation, documentez la raison et retester la souche le jour où l'erreur est observée. Si le résultat répété est dans la plage, aucune autre action corrective n'est requise.

      Si aucune raison évidente pour le résultat hors plage n'est apparente, une action corrective immédiate est requise. Testez la combinaison agent antimicrobien/organisme hors limites le jour où l'erreur est observée et surveillez pendant un total de cinq jours de test consécutifs et documentez tous les résultats. Si les résultats des tests des cinq jours se situent dans une plage acceptable, aucune mesure corrective supplémentaire n'est nécessaire. Cependant, si l'un des cinq résultats reste en dehors des limites, des mesures correctives supplémentaires sont nécessaires. Dans l'intervalle, des tests de contrôle quotidiens doivent être effectués jusqu'à ce que le problème soit résolu.

      Si une action corrective immédiate ne résout pas le problème, d'autres sources d'erreur courantes doivent être étudiées pour vérifier que :

      • Les résultats ont été mesurés et transcrits correctement.
      • L'étalon de turbidité n'avait pas expiré, était stocké correctement, répondait aux exigences de performance et était correctement mélangé avant utilisation.
      • Tous les matériaux, y compris les disques et les bandelettes de test à gradient, utilisés étaient dans leurs dates de péremption et ont été stockés et utilisés à la bonne température.
      • L'incubateur était à la température et à l'atmosphère appropriées.
      • Les autres équipements utilisés, tels que les pipettes, fonctionnaient correctement et mesuraient avec précision.
      • La souche témoin n'avait pas changé et n'était pas contaminée.
      • Les suspensions d'inoculum ont été préparées et ajustées correctement.
      • L'inoculum a été utilisé dans les 15 minutes suivant la préparation.
      • L'inoculum pour le test a été préparé à partir d'une plaque incubée pendant la durée correcte et n'avait pas plus de 24 heures.

      Si nécessaire, procurez-vous une nouvelle souche QC à partir d'un congélateur ou d'une source fiable. De nouveaux lots de matériaux peuvent également être nécessaires. Il peut être utile d'échanger des souches et des matériaux de contrôle de qualité avec un autre laboratoire utilisant la même méthode pour vérifier les résultats. Jusqu'à ce que le problème soit résolu, il peut être nécessaire d'utiliser une méthode d'essai alternative, s'il en existe une.

      Figure 1. Le test de diffusion du disque de sensibilité aux antimicrobiens : placement approximatif du disque et mesure des diamètres de la zone d'inhibition.
      ATB1 = antibiotique 1, ATB2 = antibiotique 2, etc.

      Les isolats à tester doivent être repiqués sur une plaque de gélose au chocolat et incubés dans une atmosphère enrichie en CO2 (5% de CO2 dans un CO2-incubateur ou pot d'extinction de bougie) à 35±2°C pendant 20-24 heures avant le test. Si l'organisme a été congelé, il doit être repiqué deux fois lorsqu'il est sorti du congélateur avant de procéder aux tests de sensibilité.

      Sortir les plaques de gélose du réfrigérateur et les laisser revenir à température ambiante (25°C) avant d'ensemencer. Réchauffer le bouillon Mueller-Hinton ajusté en cations (CAMHB) à 35°C avant utilisation. Laissez les disques d'antibiotiques qui seront utilisés dans le lot de tests se réchauffer à température ambiante (25°C).

      1. À l'aide d'un coton-tige stérile, toucher la surface d'une à quatre colonies isolées morphologiquement identiques. Immerger l'applicateur dans un tube contenant du CAMHB stérile. Frottez légèrement l'applicateur contre la paroi du tube pour libérer une petite quantité de croissance dans le liquide. Boucher le tube et mélanger les cellules à l'aide d'un vortex pour former une suspension, en veillant à ne pas former de mousse ou de bulles dans la suspension lors du mélange des cellules. Ajuster la turbidité de l'inoculum à celle d'un étalon de turbidité McFarland 0,5 (environ 1 à 4 x 108 CFU/ml). La préparation d'un étalon de turbidité McFarland est décrite en annexe. Si la turbidité de l'inoculum est supérieure à l'étalon, le diluer avec du CAMHB pour égaler la turbidité de l'étalon. Cette suspension doit être utilisée dans les 15 minutes.
        • Effectuez des comptages réguliers des colonies pour vérifier que la densité de la suspension d'inoculum est correcte. Par exemple, diluer la suspension 1:100 et repiquer 10 µl sur les milieux recommandés. Un inoculum acceptable devrait donner environ 100 à 500 colonies. Il n'est pas nécessaire d'effectuer des comptages de colonies sur chaque isolat testé.
      2. Immerger un coton-tige stérile dans l'inoculum ajusté. Retirez l'excès de liquide en appuyant la pointe de l'écouvillon contre l'intérieur du tube. Inoculer la surface entière d'une plaque de gélose au sang trois fois avec le même écouvillon d'inoculum, en faisant pivoter la plaque de 60 degrés après chaque inoculation pour assurer une distribution uniforme de l'inoculum et une croissance confluente des bactéries. Utiliser un seul écouvillon d'inoculum et ne pas remettre l'écouvillon dans le bouillon après chaque rotation.
      3. Laisser l'inoculum sécher sur la surface de la plaque (ce qui devrait prendre environ 5 à 10 minutes). Assurez-vous que la plaque est entièrement sèche avant de continuer, mais ne dépassez pas 15 minutes.
      4. Lorsque la surface de la plaque ensemencée est sèche et que les disques sont à température ambiante, placez les disques sur la gélose avec un applicateur ou une pince stérile. Assurez-vous que les disques sont suffisamment espacés sur la gélose afin que les zones d'inhibition ne se chevauchent pas (Figure 1). Appuyez sur les disques pour assurer un contact complet avec la surface de la gélose. Alternativement, un distributeur de disque mécanique peut être utilisé. Une fois appliqué, il est important de ne pas déplacer les disques d'antibiotique car l'antibiotique commencera à se diffuser immédiatement au contact de la plaque.
      5. Incuber les plaques en position inversée dans un 5% de CO2 atmosphère ou pot de bougie pendant 20-24 heures à 35±2°C.
      6. Après une nuit d'incubation, mesurez le diamètre de chaque zone d'inhibition avec une règle ou un pied à coulisse (figure 2). Les mesures doivent être effectuées dans une enceinte de biosécurité, si possible. Les zones d'inhibition sur les milieux contenant du sang sont mesurées à partir de la surface supérieure de la plaque avec le dessus enlevé. Utilisez soit des pieds à coulisse ou une règle avec une poignée attachée pour ces mesures, en tenant la règle sur le centre de la surface du disque lors de la mesure de la zone d'inhibition (figures 1 et 2).
        • Il faut veiller à ne pas toucher le disque ou la surface de la gélose. Décontaminez la règle de temps en temps pour éviter la transmission des bactéries. Dans toutes les mesures, les zones d'inhibition sont mesurées comme le diamètre à partir des bords de la dernière colonie visible à l'œil nu. Enregistrez les résultats au millimètre près (mm).
      7. Interpréter la sensibilité aux antimicrobiens de la souche testée (et vérifier que les résultats pour les souches QC se situent dans la plage de contrôle acceptable) en comparant les résultats aux tailles de zone standard CLSI (tableau 6) ou CA-SFM (tableau 7). Voir la figure 3 pour un exemple de feuille de travail pour l'enregistrement des résultats des tests de sensibilité aux antimicrobiens pour N. meningitidis.

      Figure 2. Images montrant une mesure correcte du diamètre de la zone. Dans le cas d'un isolat totalement résistant à l'antimicrobien, il suffit de mesurer le diamètre du disque : 6 mm (gauche). Lorsqu'il y a une zone d'inhibition, mesurez le diamètre comme indiqué : 16 mm (à droite).

      Date du test :
      Test réalisé par :
      Interprétation de la susceptibilité : S= sensible je= intermédiaire R= résistant

      Tableau 6 : # de spécimen, isolat, organisme et antibiotiques
      Spécimen
      numéro
      Méningite
      Isoler?
      Organisme Antibiotique #1 Antibiotique #2 Antibiotique #3 Antibiotique #4
      mm
      µg/ml
      MONSIEUR
      mm
      µg/ml
      MONSIEUR
      mm
      µg/ml
      MONSIEUR
      mm
      µg/ml
      MONSIEUR
      mm
      µg/ml
      MONSIEUR
      mm
      µg/ml
      MONSIEUR
      mm
      µg/ml
      MONSIEUR
      mm
      µg/ml
      MONSIEUR
      mm
      µg/ml
      MONSIEUR
      mm
      µg/ml
      MONSIEUR
      mm
      µg/ml
      MONSIEUR
      mm
      µg/ml
      MONSIEUR
      mm
      µg/ml
      MONSIEUR
      mm
      µg/ml
      MONSIEUR
      mm
      µg/ml
      MONSIEUR
      mm
      µg/ml
      MONSIEUR
      mm
      µg/ml
      MONSIEUR
      mm
      µg/ml
      MONSIEUR
      mm
      µg/ml
      MONSIEUR
      mm
      µg/ml
      MONSIEUR
      Souche QC N / A Souche QC mm
      µg/ml
      Oui Non
      mm
      µg/ml
      Oui Non
      mm
      µg/ml
      Oui Non
      mm
      µg/ml
      Oui Non

      Figure 3. Exemple de feuille d'enregistrement des données et des informations de contrôle qualité. Remarque : après 20 à 24 heures d'incubation, vérifiez les résultats de la ou des souches de CQ par rapport aux plages acceptables standard s'ils se situent dans les limites de contrôle, continuez à lire les résultats de l'isolat de test. Enregistrez les résultats de diffusion sur disque en mm et les résultats de CMI en µg/ml. Les plages de zones d'inhibition et les seuils pour l'interprétation des résultats peuvent être trouvés dans les tableaux 1 à 5, selon les souches QC utilisées et les directives suivies.

      Tableau 6. Normes d'interprétation du diamètre de la zone de diffusion du disque Kirby-Bauer et normes d'interprétation MIC pour N. meningitidis comme recommandé par le CLSI

      Matériel protégé par le droit d'auteur utilisé avec la permission du Clinical and Laboratory Standards Institute, 940 West Valley Road, Suite 1400, Wayne, PA, USA 19087, https://www.clsi.org icône externe .

      Document CLSI M100-S21 2011, pp 108-110.

      Normes d'interprétation du diamètre de la zone de diffusion du disque Kirby-Bauer et normes d'interprétation MIC pour N. meningitidis, comme recommandé par le CLSI
      Antimicrobien
      Agent/Classe
      Disque
      Teneur
      Diamètre de zone,
      mm entier le plus proche
      Interprétation MIC
      Norme (µg/ml)
      S je R S je R
      PÉNICILLINES
      Pénicilline 1 &ndash 2 &ndash &ndash &le 0.06 0.12-0.25 &ge 0.5
      CEPHEMS
      Ceftriaxone 3 30 µg &ge 34 &ndash &ndash &le 0,12 &ndash &ndash
      MACROLIDE
      Azithromycine 3,4,5 15 µg &ge 20 &ndash &ndash &le 2 &ndash &ndash
      FLUOROQUINOLONES
      Ciprofloxacine 4 5 µg &ge 35 33-34 &le 32 &le 0.03 0.06 &ge 0.12
      PHÉNICOLE
      Chloramphénicol 6 30 µg &ge 26 20-25 &le 19 &le 2 4 &ge 8
      ANSAMYCINES
      Rifampicine 3 5 µg &ge 25 20-24 &le 19 &le 0.5 1 &ge 2

      Notes de bas de page

      1 Tests de diffusion sur disque à la pénicilline pour N. meningitidis ne sont pas fiables. Des tests de CMI doivent être utilisés pour cet organisme.

      3 Pour certains agents antimicrobiens, l'absence ou l'occurrence rare de souches résistantes empêche de définir des catégories de résultats autres que &ldquossusceptible&rdquo.

      4 Peut être approprié uniquement pour la prophylaxie des contacts de cas méningococciques. Ces seuils ne s'appliquent pas au traitement des patients atteints de méningococcie invasive. Récemment, il a été suggéré que le dépistage de la sensibilité réduite à la ciprofloxacine à l'aide d'un disque d'acide nalidixique de 30 ug est utile pour détecter les souches méningococciques résistantes aux quinolones associées à gyrA mutation (7).

      5 Des critères d'interprétation ont été développés initialement en utilisant les CMI déterminées par incubation dans l'air ambiant pour les calculs pharmacodynamiques.

      6 Pas systématiquement signalé sur les isolats des voies urinaires.

      Tableau 7. Normes d'interprétation du diamètre de la zone de diffusion du disque Kirby-Bauer et normes d'interprétation MIC pour N. meningitidis comme recommandé par CA-SFM

      Comité de L&rsquoAntibiogramme de la Société Française de Microbiologie, Société Française de Microbiologie, Recommendations 2010, p 44.

      Normes d'interprétation du diamètre de la zone de diffusion du disque Kirby-Bauer et normes d'interprétation MIC pour N. meningitidis, comme recommandé par le CA-SFM
      Antimicrobien
      Agent/Classe
      Disque
      Teneur
      Diamètre de zone,
      mm entier le plus proche
      Interprétation MIC
      Norme (µg/ml)
      S R S R
      PÉNICILLINES
      Pénicilline G 1
      Amoxicilline 1
      Oxacilline 1
      &ndash 2
      &ndash
      5 µg
      &ndash
      &ndash
      &ge 18
      &ndash
      &ndash
      &ndash
      &le 0.06
      &le 0,12
      &ndash
      > 0,25
      > 1
      &ndash
      CEPHEMS
      Céfotaxime 2
      Ceftriaxone 2
      30 µg
      30 µg
      &ndash
      &ndash
      &ndash
      &ndash
      &le 0,12
      &le 0,12
      &ndash
      &ndash
      PHENICOLS
      Chloramphénicol 30 µg &ge 30 &ndash &le 2 > 4
      ANSAMYCINES
      Rifampicine 3 30 µg &ge 30 &ndash &le 0.25 &ndash
      FLUOROQUINOLONES
      Ciprofloxacine &ndash &ndash &ndash &le 0.03 > 0.06

      Notes de bas de page

      1 Tests de diffusion sur disque avec amoxicilline et pénicilline G pour N. meningitidis ne sont pas fiables. Les tests peuvent être effectués à l'aide de disques d'oxacilline de 5 µg/ml. Les diamètres de &ge 18 mm sont sensibles à la pénicilline G, mais les CMI contre la pénicilline G et/ou l'amoxicilline doivent être déterminées pour ces diamètres de < 18 mm.

      3 Utilisé uniquement pour la prophylaxie.

      Tableau 8 . Normes d'interprétation de la CMI pour N. meningitidis telles que recommandées par l'EUCAST

      L'EUCAST n'a pas encore de directives d'interprétation pour la diffusion du disque Kirby-Bauer pour N. meningitidis.

      Normes d'interprétation de la CMI pour N. meningitidis telles que recommandées par l'EUCAST
      Antimicrobien
      Agent/Classe
      CMI (µg/ml)
      Norme d'interprétation
      S R
      PÉNICILLINES
      Benzylpénicilline
      Ampicilline
      &le 0.064
      &le 0,125
      > 0,25
      > 1.0
      CEPHEMS
      Céfotaxime 1
      Ceftriaxone 1
      &le 0,125
      &le 0,125
      > 0,125
      > 0,125
      CARBAPÉNÈMES
      Méropénème 1,2 &le 0.25 > 0,25
      ANSAMYCINES
      Rifampicine &le 0.25 > 0,25
      TÉTRACYCLINES
      Tétracycline 3 &le 1.0 > 2.0
      FLUOROQUINOLONES
      Ciprofloxacine 4 &le 0.032 > 0.064
      PHENICOLS
      Chloramphénicol &le 2.0 > 4.0

      Notes de bas de page

      1 Les souches avec des valeurs de CMI supérieures au seuil de sensibilité sont très rares ou pas encore signalées. Les tests d'identification et de sensibilité aux antimicrobiens sur un tel isolat doivent être répétés et si le résultat est confirmé, l'isolat doit être envoyé à un laboratoire de référence. Jusqu'à ce qu'il y ait des preuves concernant la réponse clinique pour les isolats confirmés avec une CMI supérieure au seuil de résistance actuel, ils doivent être déclarés résistants.

      2 Ces seuils concernent uniquement la méningite.

      3 La tétracycline peut être utilisée pour déterminer la sensibilité à la minocycline pour la prophylaxie N. meningitidis infections.

      4 Les seuils s'appliquent uniquement à une utilisation dans la prophylaxie de la méningococcie.

      1. À l'aide d'un coton-tige stérile, toucher la surface d'une à quatre colonies isolées morphologiquement identiques. Immerger l'applicateur dans un tube contenant du CAMHB stérile. Frottez légèrement l'applicateur contre la paroi du tube pour libérer une petite quantité de croissance dans le liquide. Boucher le tube et mélanger les cellules à l'aide d'un vortex pour former une suspension, en veillant à ne pas former de mousse ou de bulles dans la suspension lors du mélange des cellules. Ajuster la turbidité de l'inoculum à celle d'un étalon de turbidité McFarland 0,5 (environ 1 à 4 x10 8 UFC/ml). La préparation d'un étalon de turbidité McFarland est décrite en annexe. Si la turbidité de l'inoculum est supérieure à l'étalon, le diluer avec du CAMHB pour égaler la turbidité de l'étalon. Cette suspension doit être utilisée dans les 15 minutes.
        • Effectuez des comptages réguliers des colonies pour vérifier que la densité de la suspension d'inoculum est correcte. Par exemple, diluer la suspension 1:100 et repiquer 10 µl sur les milieux recommandés. Un inoculum acceptable devrait donner environ 100 à 500 colonies. Il n'est pas nécessaire d'effectuer des comptages de colonies sur chaque isolat testé.
      2. Immerger un coton-tige stérile dans l'inoculum ajusté. Retirez l'excès de liquide en appuyant la pointe de l'écouvillon contre l'intérieur du tube. Inoculer toute la surface d'une gélose Mueller-Hinton de 15 et 150 mm avec une plaque à 5 % de sang de mouton trois fois avec le même écouvillon d'inoculum, en faisant pivoter la plaque de 60 degrés après chaque inoculation pour assurer une distribution uniforme de l'inoculum et une croissance confluente des bactéries. Utilisez un seul écouvillon d'inoculum et ne remettez pas l'écouvillon dans le bouillon après chaque rotation.

      Figure 4. Placement des bandes de gradient sur une plaque de gélose de 100 mm. Les bandes de dégradé sont placées dans l'orientation opposée. &ldquoT&rdquo représente le haut de la bande de dégradé.

      Figure 5. Placement des bandes de gradient sur une plaque de gélose de 150 mm. La zone de concentration antibiotique la plus faible doit être orientée vers le centre de la plaque. &ldquoT&rdquo représente le haut de la bande de dégradé.

      • Remettez les bandelettes de gradient antimicrobiens qui ne seront pas utilisées dans ce lot de tests au congélateur à -20 °C (certaines bandelettes peuvent être conservées à 4 °C. Suivez les instructions du fabricant).

      Lecture et interprétation des bandes de dégradé

      Lire la CMI au point où la zone d'inhibition croise l'échelle CMI sur la bande. Utilisez une lumière oblique pour examiner attentivement le point final. Une loupe peut être utilisée si nécessaire. Lire au point d'inhibition complète de toute croissance, y compris les troubles. Voir la dernière notice de produit icône pdf [10 pages] icône externe , ou accéder au guide d'application icône externe .

      Enregistrez d'abord les résultats du CQ. Si les zones produites par la souche QC sont en dehors des plages attendues (voir les tableaux 2, 3 et 5, selon les souches et les directives utilisées), le laboratoire doit considérer les sources possibles d'erreur. Étant donné que les résultats des tests de sensibilité aux antimicrobiens peuvent être affectés par de nombreux facteurs qui ne sont pas nécessairement associés à la sensibilité réelle de l'organisme (p. II ci-dessus). Si tous les agents antimicrobiens sont dans la plage de contrôle, lisez les CMI de test. Notez toutes les observations inhabituelles telles qu'une zone d'abattage incomplet (points finaux de fuite) ou des colonies uniques se développant à l'intérieur de l'ellipse.

      Les marques de gradation sur la bande de gradient correspondent aux concentrations de dilution standard de 2 fois pour la méthode de dilution en gélose, mais incluent également des incréments entre ces valeurs standard. Les valeurs standard sont utilisées pour l'interprétation et la communication des résultats des tests de sensibilité aux antimicrobiens.Il est conseillé que la lecture réelle de la valeur de la bandelette et la valeur standard immédiatement supérieure (c. Par exemple, si vous testez la sensibilité d'un isolat à la pénicilline, une CMI enregistrée à partir des gradations sur la bande de gradient pourrait être de 0,094 µg/ml, cependant, la CMI rapportée serait de 0,125 µg/ml.

      Le fabricant des bandes de gradient recommande de suivre les points d'arrêt CMI développés pour la microdilution en gélose et en bouillon. Les normes d'interprétation et les seuils de CMI recommandés par le CLSI (tableau 6), le CA-SFM (tableau 7) et l'EUCAST (tableau 8) sont indiqués.

      1. Essai H. influenzae pour la production de &bêta-lactamase Un test rapide de &bêta-lactamase peut fournir des informations cliniquement pertinentes plus tôt que les résultats des tests de sensibilité aux antimicrobiens, il doit donc être effectué dès qu'un H. influenzae est identifié.
        1. Les tests à base de nitrocéfine sont la méthode préférée. Le réactif est composé de disques de papier imprégnés de céphalosporine chromogène, qui libère un composé rouge lors de l'hydrolyse par une -lactamase. Réalisation du test : Les disques peuvent être stockés dans leur cartouche à 2-8°C jusqu'à la date de péremption. Après ouverture de la cartouche, les disques peuvent être conservés pendant 2 mois à 2-8°C.
          1. Laisser le tube contenant la cartouche revenir à température ambiante (25°C).
          2. Humidifier un disque avec de l'eau distillée stérile.
          3. Recueillir quelques colonies isolées des souches à tester et les répartir sur la surface du disque.

          Lecture et interprétation

          L'apparition d'une couleur rouge révèle une réaction positive.
          La réaction est négative si aucune couleur n'est apparue après 30 minutes.

          Staphylococcus aureus Résultat ATCC 29213 +
          Enterococcus faecalis ATCC 29212 résultat &ndash

          Médias et disques pour les tests de sensibilité aux antimicrobiens

          Pour H. influenzae, la sensibilité aux antimicrobiens peut être déterminée en utilisant la méthode de diffusion sur disque. La méthode présentée dans ce chapitre est une modification de la technique de Kirby-Bauer qui a été normalisée par le CLSI. Si elle est effectuée précisément selon le protocole suivant, cette méthode fournira des données qui peuvent prédire de manière fiable l'efficacité in vivo du médicament en question. L'exactitude et la reproductibilité de ce test dépendent de l'utilisation cohérente d'un ensemble standard de procédures en laboratoire.

          Le milieu optimal est le milieu de test Haemophilus (HTM). La gélose Mueller-Hinton utilisée pour fabriquer le HTM doit être exempte de thymidine pour obtenir des résultats cohérents si la sensibilité au cotrimoxazole doit être testée. Le milieu HTM se compose des ingrédients suivants : gélose Mueller-Hinton additionnée de 15 µg/ml de NAD, 15 µg/ml d'hémine bovine et 5 mg/ml d'extrait de levure. Le pH est ajusté entre 7,2 et 7,4. Les agents testés recommandés sont l'ampicilline, la ceftriaxone et/ou le céfotaxime et le chloramphénicol, qui sont des antibiotiques couramment utilisés pour le traitement de la méningite.

          Le disque 10 µg-ampicilline prédit à la fois la résistance intrinsèque (médiée par la PBP) et la résistance à la pénicilline et à l'ampicilline médiée par la &bêta-lactamase H. influenzae. Un disque de 30 µg-chloramphénicol est utilisé pour prédire la résistance au chloramphénicol, et un disque de 30 µg-ceftriaxone et/ou de céfotaxime est utilisé pour prédire la sensibilité à ces antibiotiques. Les tailles de diamètre de zone ne peuvent être correctement interprétées que lorsque HTM est utilisé. Les résultats doivent être comparés à des normes validées, telles que celles recommandées par CLSI (tableau 9), CA-SFM (tableau 10) et EUCAST (tableau 11).

          Les tests de CQ doivent être effectués une fois par semaine si les tests de sensibilité sont effectués quotidiennement ou avec chaque groupe de tests lorsque les tests sont effectués moins fréquemment que tous les jours. Des tests de contrôle qualité doivent être effectués pour chaque nouveau lot de support de test ou nouveau lot de disques. Si les résultats trouvés pour la souche de contrôle sont exacts, la procédure est supposée être correcte. Si ce n'est pas le cas, les tests peuvent être affectés par la variation des milieux, la taille de l'inoculum, le temps d'incubation, la température, la profondeur de la gélose dans la plaque (uniformément 3-4 mm), le pH (entre 7,2-7,4), la puissance du disque, la pureté de la culture pour l'inoculum, ou si la concentration de bactéries n'est pas proche de la norme de turbidité McFarland 0,5. CLSI, CA-SFM et EUCAST listent les souches QC recommandées et les limites de test (tableaux 1, 3 et 4). Un laboratoire doit choisir la ou les souches de CQ à utiliser en fonction des antimicrobiens à tester pour la sensibilité.

          Tableau 9. Normes d'interprétation du diamètre de la zone de diffusion du disque Kirby-Bauer et normes d'interprétation MIC pour H. influenzae comme recommandé par le CLSI

          Matériel protégé par copyright utilisé avec la permission du Clinical and Laboratory Standards Institute, 940 West Valley Road, Suite 1400, Wayne, PA, USA 19087, www.clsi.org.

          Document CLSI M100-S21 2011, pp 88-91.

          Normes d'interprétation du diamètre de la zone de diffusion du disque Kirby-Bauer et normes d'interprétation MIC pour H. influenzae, comme recommandé par le CLSI
          Antimicrobien
          Agent/Classe
          Disque
          Teneur
          Diamètre de zone,
          Entier le plus proche mm
          Interprétation MIC
          Norme (µg/ml)
          S je R S je R
          PÉNICILLINES
          Ampicilline 1 10 µg &ge 22 19-21 &le 18 &le 1 2 &ge 4
          CEPHEMS
          Céfotaxime 2
          Ceftriaxone 2
          30 µg
          30 µg
          &ge 26
          &ge 26
          &ndash
          &ndash
          &ndash
          &ndash
          &le 2
          &le 2
          &ndash
          &ndash
          &ndash
          &ndash
          PHENICOLS
          Chloramphénicol 30 µg &ge 29 26-28 &le 25 &le 2 4 &ge 8

          Notes de bas de page

          1 Dans la plupart des cas, un test direct de la b-lactamase peut fournir un moyen rapide de détecter la résistance à l'ampicilline et à l'amoxicilline. La majorité des isolats de H. influenzae qui sont résistants à l'ampicilline et à l'amoxicilline produisent une &bêta-lactamase de type TEM.

          2 Pour certains agents antimicrobiens, l'absence ou l'occurrence rare de souches résistantes empêche de définir des catégories de résultats autres que &ldquossusceptible&rdquo.

          Tableau 10. Diamètre de la zone de diffusion du disque Kirby-Bauer et normes d'interprétation CMI pour H. influenzae comme recommandé par CA-SFM

          Comité de L&rsquoAntibiogramme de la Sociéée française de Microbiologie, Sociééée française de Microbiologie, Recommandations 2010, pp 42-43.

          Diamètre de la zone de diffusion du disque Kirby-Bauer et normes d'interprétation CMI pour H. influenzae, comme recommandé par CA-SFM
          Antimicrobien
          Agent/Classe
          Disque
          Teneur
          Diamètre de zone,
          Entier le plus proche mm
          CMI (µg/ml)
          Norme d'interprétation
          S R S R
          PÉNICILLINES
          Ampicilline 1,2 2 µg &ge 20 < 20 &le 1 >1
          CEPHEMS
          Ceftriaxone ou Cefotaxime 3 &ndash &ndash &ndash &le 0,12 &ndash
          PHENICOLS
          Chloramphénicol 30 µg &ge 30 < 26 &le 1 > 2

          Notes de bas de page

          1 Un test chromogénique direct positif et bêta-lactamase prédit la résistance à la pénicilline, à l'ampicilline et à l'amoxicilline.

          Les souches BLNAR 2 &bêta-lactamase négatives et résistantes à l'ampicilline (BLNAR) sont rares, mais la détection d'une sensibilité réduite aux bêta-lactamines dans les souches BLNAR est possible à l'aide d'un disque d'ampicilline de 2 µg (diamètre < 20 mm) ou d'un disque de 30 µg de céphalothine ( diamètre < 17 mm).

          3 Ni l'échec clinique ni la résistance n'ont été rapportés pour ces agents antimicrobiens, ainsi les critères pour les seuils d'interprétation n'ont été établis pour aucune catégorie autre que sensible.

          Tableau 11. Diamètre de la zone de diffusion du disque Kirby-Bauer et normes d'interprétation CMI pour H. influenzae comme recommandé par EUCAST.

          Diamètre de la zone de diffusion du disque Kirby-Bauer et normes d'interprétation CMI pour H. influenzae recommandées par l'EUCAST
          Antimicrobien
          Agent/Classe
          Disque
          Teneur
          Diamètre de zone,
          Entier le plus proche mm
          CMI (µg/mL)
          Norme d'interprétation
          S R S R
          PÉNICILLINES
          Ampicilline 1,2 2 µg &ge 16 < 16 &le 1 >1
          CEPHEMS
          Céfotaxime 3
          Ceftriaxone 3
          5 µg
          30 µg
          &ge 22
          &ge 27
          < 22
          < 27
          &le 0,125
          &le 0,125
          &ndash
          &ndash
          PHENICOLS
          Chloramphénicol 30 µg &ge 30 < 26 &le 1 > 2

          Notes de bas de page

          1 Signaler les souches positives à la &bêta-lactamase résistantes aux pénicillines sans inhibiteurs de la &bêta-lactamase.

          2 Les points de rupture ne concernent que les souches négatives à la &bêta-lactamase. Les souches peuvent être résistantes aux pénicillines, aux aminopénicillines, aux céphalosporines et/ou aux carbapénèmes en raison de modifications des protéines de liaison à la pénicilline (BLNAR, &bêta-lactamase négative résistante à l'ampicilline) et quelques souches ont les deux mécanismes de résistance (BLPACR, &bêta-lactamase positive, amoxicilline/clavulanate résistant).

          3 Ni l'échec clinique ni la résistance n'ont été rapportés pour ces agents antimicrobiens, ainsi les critères pour les seuils d'interprétation n'ont été établis pour aucune catégorie autre que sensible.

          Procédure de test de sensibilité aux antimicrobiens de H. influenzae par diffusion sur disque Kirby-Bauer

          Des plaques de 150 mm ou de 100 mm peuvent être utilisées pour la diffusion sur disque de Kirby-Bauer en fonction du nombre d'agents antimicrobiens à tester par isolat. Les directives CLSI stipulent que pas plus de deux disques peuvent être utilisés sur une plaque de 100 mm et jusqu'à cinq disques peuvent être utilisés sur une plaque de 150 mm (Figure 1).

          Les isolats à tester doivent être repiqués sur une plaque de gélose au chocolat complétée et incubés dans un CO2-atmosphère renforcée (5% CO2 dans un CO2-incubateur ou pot d'extinction de bougie) à 35±2°C pendant 20-24 heures avant le test. Si l'organisme a été congelé, il doit être repiqué deux fois lorsqu'il est sorti du congélateur avant de procéder aux tests de sensibilité.

          Sortir les plaques de gélose du réfrigérateur et les laisser revenir à température ambiante (25°C) avant d'ensemencer. Si le bouillon HTM doit être utilisé pour préparer le 0,5 McFarland, réchauffez-le à 35°C avant de l'utiliser. Laissez les disques d'antibiotiques qui seront utilisés dans le lot de tests se réchauffer à température ambiante (25°C).

          1. Sortir les plaques de gélose du réfrigérateur et les laisser revenir à température ambiante (25°C) avant d'ensemencer. Si le bouillon HTM doit être utilisé pour préparer le 0,5 McFarland, réchauffez-le à 35°C avant de l'utiliser. Laissez les disques d'antibiotiques qui seront utilisés dans le lot de tests se réchauffer à température ambiante (25°C).
            • Effectuez des comptages réguliers des colonies pour vérifier que la densité de la suspension d'inoculum est correcte. Par exemple, diluer la suspension 1:100 et repiquer 10 µl sur les milieux recommandés. Un inoculum acceptable devrait donner environ 100 à 500 colonies. Il n'est pas nécessaire d'effectuer des comptages de colonies sur chaque isolat testé.
          2. Immerger un coton-tige stérile dans l'inoculum ajusté. Retirez l'excès de liquide en appuyant la pointe de l'écouvillon contre l'intérieur du tube. Inoculer toute la surface d'une plaque HTM trois fois avec le même écouvillon d'inoculum, en faisant pivoter la plaque de 60 degrés après chaque inoculation pour assurer une répartition uniforme de l'inoculum et une croissance confluente des bactéries. Utilisez un seul écouvillon d'inoculum et ne remettez pas l'écouvillon dans le bouillon après chaque rotation.
          3. Laisser l'inoculum sécher sur la surface de la plaque (ce qui devrait prendre environ 5 à 10 minutes). Assurez-vous que la plaque est entièrement sèche avant de continuer, mais ne dépassez pas 15 minutes.
          4. Lorsque la surface de la plaque ensemencée est sèche et que les disques sont à température ambiante, placez les disques sur la gélose avec un applicateur ou une pince stérile. Assurez-vous que les disques sont suffisamment espacés sur la gélose afin que les zones d'inhibition ne se chevauchent pas (Figure 1). Appuyez sur les disques pour assurer un contact complet avec la surface de la gélose. Alternativement, un distributeur de disque mécanique peut être utilisé. Une fois appliqué, il est important de ne pas déplacer les disques d'antibiotique car l'antibiotique commencera à se diffuser immédiatement au contact de la plaque.
          5. Incuber les plaques en position inversée dans un 5% de CO2 ambiance ou photophore pendant 20&ndash24 heures à 35±2°C.
          6. Après une nuit d'incubation, mesurez le diamètre de chaque zone d'inhibition avec une règle ou un pied à coulisse (figure 2). Les mesures doivent être effectuées dans une enceinte de biosécurité, si possible. Les zones d'inhibition sur le support sont mesurées en tenant la boîte de Pétri à quelques centimètres au-dessus d'un fond noir non réfléchissant éclairé par une lumière réfléchie. Utilisez soit des pieds à coulisse ou une règle avec une poignée attachée pour ces mesures, en tenant la règle sur le centre de la surface du disque lors de la mesure de la zone d'inhibition (figures 1 et 2).
            • Il faut veiller à ne pas toucher le disque ou la surface de la gélose. Décontaminez la règle de temps en temps pour éviter la transmission des bactéries. Dans toutes les mesures, les zones d'inhibition sont mesurées comme le diamètre à partir des bords de la dernière colonie visible à l'œil nu. Enregistrez les résultats au millimètre près (mm).
          7. Interpréter la sensibilité aux antimicrobiens de la souche testée (et vérifier que les résultats pour les souches QC se situent dans la plage de contrôle acceptable) en comparant les résultats au CLSI (tableau 9), au CA-SFM (tableau 10) ou à l'EUCAST (tableau 11 ) tailles de zone standard. Voir la figure 3 pour un exemple de feuille de travail pour l'enregistrement des résultats des tests de sensibilité aux antimicrobiens pour H. influenzae.
          1. À l'aide d'un coton-tige stérile, toucher la surface d'une à quatre colonies isolées morphologiquement identiques. Immerger l'applicateur dans un tube contenant un bouillon HTM stérile ou une solution saline. Frottez légèrement l'applicateur contre la paroi du tube pour libérer une petite quantité de croissance dans le liquide. Boucher le tube et mélanger les cellules à l'aide d'un vortex pour former une suspension, en veillant à ne pas former de mousse ou de bulles dans la suspension lors du mélange des cellules. Ajuster la turbidité de l'inoculum à celle d'un étalon de turbidité McFarland 0,5 (environ 1 à 4 x 10 8 UFC/ml). La préparation d'un étalon de turbidité McFarland est décrite en annexe. Si la turbidité de l'inoculum est supérieure à l'étalon, le diluer avec du bouillon HTM ou une solution saline pour égaler la turbidité de l'étalon. Cette suspension doit être utilisée dans les 15 minutes.
            • Effectuez des comptages réguliers des colonies pour vérifier que la densité de la suspension d'inoculum est correcte. Par exemple, diluer la suspension 1:100 et repiquer 10 µl sur les milieux recommandés. Un inoculum acceptable devrait donner environ 100 à 500 colonies. Il n'est pas nécessaire d'effectuer des comptages de colonies sur chaque isolat testé.
          2. Immerger un coton-tige stérile dans l'inoculum ajusté. Retirez l'excès de liquide en appuyant la pointe de l'écouvillon contre l'intérieur du tube. Inoculer toute la surface d'une plaque HTM trois fois avec le même écouvillon d'inoculum, en faisant pivoter la plaque de 60 degrés après chaque inoculation pour assurer une répartition uniforme de l'inoculum et une croissance confluente des bactéries. Utilisez un seul écouvillon d'inoculum et ne remettez pas l'écouvillon dans le bouillon après chaque rotation.
          3. Laisser l'inoculum sécher sur la surface de la plaque (ce qui devrait prendre environ 5 à 10 minutes). Assurez-vous que la plaque est entièrement sèche avant de continuer, mais ne dépassez pas 15 minutes.
          4. Lorsque la surface de la plaque ensemencée est sèche et que les bandes de gradient sont à température ambiante, placez les bandes de gradient antimicrobiens sur la gélose à l'aide d'un applicateur ou d'une pince stérile. Assurez-vous que les valeurs MIC imprimées sont orientées vers le haut (c'est-à-dire que la surface inférieure de la bandelette contenant le gradient antimicrobien est en contact avec la gélose). Alternativement, des applicateurs robotisés de bandes dégradées sont disponibles auprès de certains fabricants. Une fois appliqué, il est important de ne pas déplacer les bandes de gradient antimicrobien car l'antibiotique diffuse dans la gélose immédiatement après le contact.
            • Remettez les bandelettes de gradient antimicrobiens qui ne seront pas utilisées dans ce lot de tests au congélateur à -20 °C (certaines bandelettes peuvent être conservées à 4 °C. Suivez les instructions du fabricant).
          5. Incuber les plaques en position inversée dans un 5% de CO2 ambiance ou photophore pendant 20&ndash24 heures à 35±2°C.
          6. Après incubation, une ellipse de croissance bactérienne se sera formée sur la plaque autour de la bande et le test peut être lu (voir ci-dessous). Les résultats du CQ doivent être examinés avant de lire et d'interpréter la CMI.

          Lecture et interprétation des bandes de dégradé

          Lire la CMI au point où la zone d'inhibition croise l'échelle CMI sur la bande. Utilisez une lumière oblique pour examiner attentivement le point final. Une loupe peut être utilisée si nécessaire. Lire au point d'inhibition complète de toute croissance, y compris les troubles. Une fiche produit complète icône pdf [2 pages] icône externe , comprend un guide de lecture pour les bandes de dégradé, ou accédez au guide de lecture uniquement icône pdf [2 pages] icône externe .

          Enregistrez d'abord les résultats du CQ. Si les zones produites par la souche de contrôle sont en dehors des plages attendues (voir les tableaux 2, 3 et 5, selon les souches et les lignes directrices utilisées), le laboratoire doit considérer les sources possibles d'erreur. Étant donné que les résultats des tests de sensibilité aux antimicrobiens peuvent être affectés par de nombreux facteurs qui ne sont pas nécessairement associés à la sensibilité réelle de l'organisme (p. II ci-dessus). Si tous les agents antimicrobiens sont dans la plage de contrôle, lisez les CMI de test. Notez toutes les observations inhabituelles telles qu'une zone d'abattage incomplet (points finaux de fuite) ou des colonies uniques se développant à l'intérieur de l'ellipse.

          Les marques de gradation sur la bande de gradient correspondent aux concentrations de dilution standard de 2 fois pour la méthode de dilution en gélose, mais incluent également des incréments entre ces valeurs standard. Les valeurs standard sont utilisées pour l'interprétation et la communication des résultats des tests de sensibilité aux antimicrobiens. Il est conseillé que la lecture réelle de la valeur de la bandelette et la valeur standard immédiatement supérieure (c. Par exemple, si vous testez la sensibilité d'un isolat à la pénicilline, une CMI enregistrée à partir des gradations sur la bande de gradient pourrait être de 0,094 µg/ml, cependant, la CMI rapportée serait de 0,125 µg/ml.

          Le fabricant des bandes de gradient recommande de suivre les points d'arrêt CMI développés pour la microdilution en gélose et en bouillon. Les normes d'interprétation et les seuils de CMI recommandés par CLSI (tableau 9), CA-SFM (tableau 10) et EUCAST (tableau 11) sont indiqués.

          Les tests de contrôle de la qualité doivent être effectués dans le cadre de la routine normale du laboratoire. Pour vérifier que les résultats des tests de sensibilité aux antimicrobiens sont exacts, au moins un organisme témoin doit être inclus avec chaque test ou nouvel ensemble de conditions de test. CLSI, CA-SFM et EUCAST listent les souches QC recommandées et les limites de test (tableau 1&ndash5). Un laboratoire doit choisir la ou les souches de CQ à utiliser en fonction des antimicrobiens à tester pour la sensibilité. De plus amples informations sur le dépannage des résultats de contrôle de qualité hors de portée peuvent être trouvées dans la section II ci-dessus.

          1. Tests de sensibilité aux antimicrobiens de S. pneumoniae par diffusion sur disque Kirby-Bauer Le milieu gélosé Mueller-Hinton additionné de 5 % de sang de mouton est recommandé pour déterminer la sensibilité antimicrobienne de S. pneumoniae spécimens par diffusion sur disque. Les plaques de gélose doivent avoir une profondeur uniforme de 3 à 4 mm. Préparer l'inoculum pour les tests de sensibilité aux antimicrobiens de S. pneumoniae de cultures pures fraîches de S. pneumoniae (cultivé pendant la nuit sur du sang ou de la gélose au chocolat). Préparer des suspensions cellulaires des bactéries à tester dans du sérum physiologique stérile ou du bouillon Mueller-Hinton. Une suspension cellulaire égale à une densité d'un étalon de turbidité McFarland 0,5 est utilisée pour l'inoculum (environ 1 à 4 x 10 8 UFC/ml). La préparation d'un étalon de turbidité McFarland est décrite dans l'annexe.
            1. Suspendre les colonies viables à partir d'une plaque de gélose au sang de mouton ou au chocolat pendant la nuit dans un tube de bouillon ou de solution saline pour obtenir une suspension bactérienne équivalente à un étalon de turbidité McFarland de 0,5. Veillez à ne pas former de mousse ou de bulles dans la suspension lors du mélange des cellules avec le bouillon.
            2. Comparez la densité de la suspension à l'étalon de turbidité McFarland 0,5 en tenant la suspension et l'étalon de turbidité McFarland devant une lumière sur un fond blanc avec des lignes noires contrastées. Si la densité est trop élevée, la suspension doit être diluée avec une solution saline ou du bouillon (selon celui qui a été utilisé pour faire la suspension). Si la densité n'est pas suffisante, des bactéries supplémentaires doivent être ajoutées à la suspension. Cette suspension doit être utilisée dans les 15 minutes.
              • Effectuez des comptages réguliers des colonies pour vérifier que la densité de la suspension d'inoculum est correcte. Par exemple, diluer la suspension 1:100 et repiquer 10 µl sur les milieux recommandés. Un inoculum acceptable devrait donner environ 100 à 500 colonies. Il n'est pas nécessaire d'effectuer des comptages de colonies sur chaque isolat testé.
            3. Lorsque la densité appropriée est atteinte, trempez un coton-tige dans la suspension bactérienne. Retirez-le du bouillon et retirez l'excès de liquide en appuyant et en tournant l'écouvillon contre la paroi du tube.
            4. Utilisez l'écouvillon pour inoculer trois fois toute la surface de la plaque de gélose Mueller-Hinton complétée, en faisant pivoter la plaque de 60 degrés entre chaque inoculation. Utilisez le même écouvillon avec chaque strie tournée, mais ne re-tremper l'écouvillon dans l'inoculum (c'est-à-dire la suspension de cellules bactériennes).
            5. Laisser l'inoculum sécher avant de placer les disques sur les plaques. Le séchage ne prend généralement que quelques minutes et ne devrait pas prendre plus de 15 minutes. Si le séchage prend plus de 15 minutes, utilisez un plus petit volume d'inoculum à l'avenir en pressant plus de liquide hors de l'écouvillon.
            6. Une fois la plaque sèche, placez les disques antimicrobiens sur les plaques (Figure 1). Utilisez des pinces stériles pour placer les disques sur la gélose Mueller-Hinton et tapotez-les doucement pour vous assurer qu'ils adhèrent à la gélose. Alternativement, un distributeur de disque mécanique peut être utilisé. La diffusion du médicament dans le disque commence donc immédiatement, une fois qu'un disque entre en contact avec la surface de la gélose, le disque ne doit pas être déplacé.
            7. Incuber les plaques en position inversée dans un 5% de CO2 atmosphère pendant 20-24 heures à 37°C. Un pot d'extinction de bougie peut être utilisé si un CO2-l'incubateur n'est pas disponible.
              • S'il s'agit d'un nouveau lot de gélose Mueller-Hinton, que les disques antimicrobiens sont neufs ou que le moment est par ailleurs approprié pour effectuer un CQ, suivez les étapes 1 à 7 ci-dessus et effectuez des tests parallèles sur la ou les souches de référence. Les tailles de zone de diffusion de disque appropriées pour les souches QC de référence sont incluses dans les tableaux 1, 3 et 4.
            8. Après une nuit d'incubation, mesurer le diamètre de chaque zone d'inhibition avec une règle ou un pied à coulisse. Les zones d'inhibition sont mesurées à partir de la surface supérieure de la plaque avec le dessus enlevé. Utilisez soit des pieds à coulisse ou une règle avec une poignée attachée pour ces mesures, en tenant la règle sur le centre de la surface du disque lors de la mesure de la zone d'inhibition (Figure 1).
              • Il faut veiller à ne pas toucher le disque ou la surface de la gélose. Décontaminez la règle de temps en temps pour éviter la transmission des bactéries. Dans toutes les mesures, les zones d'inhibition sont mesurées comme le diamètre à partir des bords de la dernière colonie visible. Enregistrez les résultats en millimètres (mm). La figure 3 fournit un exemple de formulaire pour l'enregistrement des résultats.
            9. Interpréter la sensibilité aux antimicrobiens de la souche testée (et vérifier que les résultats pour la ou les souches QC se situent dans la plage de contrôle acceptable) en comparant les résultats au CLSI (tableau 12), au CA-SFM (tableau 13) ou à l'EUCAST (Tableau 14) tailles de zone standard.

            Notes de bas de page

            1 Rx : L'utilisation de la pénicilline dans la méningite nécessite un traitement avec des doses maximales de pénicilline intraveineuse (par exemple, au moins 3 millions d'unités toutes les quatre heures chez les adultes ayant une fonction rénale normale).

            2 La pénicilline, le céfotaxime et la ceftriaxone doivent être testés par une méthode CMI fiable et signalés systématiquement avec les isolats de LCR de S. pneumoniae.

            3 Pour les isolats de LCR, ne déclarer que les interprétations de méningite.

            4 Les isolats de pneumocoques avec des tailles de zone d'oxacilline de &ge 20 mm sont sensibles (CMI &le 0,06 mg/ml) à la pénicilline. Les CMI de la pénicilline et de la céfotaxime, de la ceftriaxone ou du méropénème doivent être déterminées pour les isolats avec des diamètres de zone d'oxacilline inférieurs à 19 mm, car des zones inférieures à 19 mm se produisent avec des souches résistantes à la pénicilline, intermédiaires ou certaines souches sensibles. Pour les isolats avec des zones d'oxacilline &le 19 mm, ne déclarez pas la pénicilline comme résistante sans effectuer un test de CMI à la pénicilline.

            5 Rx : L'utilisation du céfotaxime ou de la ceftriaxone dans la méningite nécessite un traitement avec des doses maximales.

            6 Les seuils pour les isolats de cas de méningite sont identiques à ceux de la ceftriaxone.

            7 La sensibilité et la résistance à l'azithromycine, à la clarithromycine et à la dirithromycine peuvent être prédites en utilisant l'érythromycine.

            8 La gélose Mueller-Hinton utilisée pour ce test doit être exempte de thymidine pour obtenir des résultats précis.

            9 Le triméthoprime-sulfaméthoxazole est une combinaison de deux médicaments utilisés dans le traitement (cotrimoxazole). Le rapport 1:20 est celui auquel la plus grande synergie de traitement a été démontrée dans le sérum. Les disques sont imprégnés de 1,25 µg de triméthoprime et de 23,75 µg de sulfaméthoxazole. Les points d'arrêt MIC imitent le rapport 1/20.

            10 Les organismes sensibles à la tétracycline sont également considérés comme sensibles à la doxycycline et à la minocycline.

            Tableau 13. Diamètre de la zone de diffusion du disque Kirby-Bauer et normes d'interprétation CMI pour S. pneumoniae comme recommandé par CA-SFM

            Comité de L&rsquoAntibiogramme de la Société Française de Microbiologie, Société Française de Microbiologie, Recommendations 2010, pp 38-39.

            Diamètre de la zone de diffusion du disque Kirby-Bauer et normes d'interprétation MIC pour S. pneumoniae, comme recommandé par CA-SFM
            Antimicrobien
            Agent/Classe
            Disque
            Teneur
            Diamètre de zone,
            Entier le plus proche mm
            Interprétation MIC
            Norme (µg/ml)
            S R S R
            PÉNICILLINES
            Pénicilline G 1,2,3 5 µg Oxacilline &ndash &ndash &le 0.06 > 2
            CEPHEMS
            Céfotaxime 1,2,3
            Ceftriaxone 1,2,3
            &ndash
            &ndash
            &ndash
            &ndash
            &le 0.5
            &le 0.5
            > 2
            > 2
            MACROLIDE
            Érythromycine 4 15 UI &ge 26 < 24 &le 0.25 > 0.5
            INHIBITEURS DE LA VOIE FOLATE 5,6,7
            Triméthoprime-sulfaméthoxazole 1,25/23,75 µg &ge 16 < 10 &le 2/38 >8/152
            TÉTRACYCLINES
            Tétracycline 8 30 UI &ge 23 < 21 &le 1 > 2
            FLUOROQUINOLONES
            Lévofloxacine 9 5 µg &ge 17 < 17 &le 2 > 2
            LINCOSAMIDES
            Clindamycine 15 µg &ge 21 < 17 &le 0.5 > 0.5
            CÉTOLIDES
            Télithromycine 10 15 µg &ge 24 < 21 &le 0.25 > 0.5

            Notes de bas de page

            1 Tests de diffusion sur disque avec de la pénicilline G pour S. pneumoniae ne sont pas fiables, mais les tests peuvent être effectués à l'aide de disques d'oxacilline (OXA-5) de 5 µg/ml selon les critères suivants : Les diamètres de &ge 26 mm à l'aide de disques OXA-5 sont sensibles à la pénicilline G et aux autres &bêta-lactamines. Les diamètres de < 26 mm utilisant des disques OXA-5 ont une sensibilité réduite.

            2 Ce test ne peut pas évaluer le niveau de résistance à la pénicilline G ou à d'autres &bêta-lactamines. L'utilisation de disques d'autres antibiotiques &bêta-lactamines ne permet pas de déterminer le niveau de résistance à ces &bêta-lactamines.

            3 En cas d'infection sévère, d'échec clinique ou de toute souche à sensibilité réduite, il est nécessaire de déterminer la CMI à la pénicilline G et au moins une des bêta-lactamines dont les propriétés pharmacodynamiques sont compatibles avec l'efficacité thérapeutique (amoxicilline, céfotaxime ou ceftriaxone). Les souches classées comme intermédiaires (CMI de > 0,064 µg/ml à >2 µg/ml) ou même de faible niveau de résistance doivent être considérées comme résistantes en cas de méningite, mais sensibles aux fortes doses en cas d'infections respiratoires.

            4 Interprétation valable pour l'azithromycine, la clarithromycine, la dirithromycine et la roxithromycine.

            5 Le test triméthoprime-sulfaméthoxazole prédit la sensibilité et la résistance au triméthoprime-sulfaméthoxazole et aux sulfamides.

            6 La gélose Mueller-Hinton utilisée pour ce test doit être exempte de thymidine pour obtenir des résultats précis.

            7 Le triméthoprime-sulfaméthoxazole est une combinaison de deux médicaments utilisés dans le traitement (co-trimoxazole). Le rapport 1:20 est celui auquel la plus grande synergie de traitement a été démontrée dans le sérum. Les disques sont imprégnés de 1,25 µg de triméthoprime et de 23,75 µg de sulfaméthoxazole pour imiter le rapport 1:20. Les seuils de CMI imitent le rapport 1/20, c'est-à-dire &le2 µg/ml de triméthoprime/38 µg/ml de sulfaméthoxazole.

            8 Interprétations valables pour les autres tétracyclines.

            9 Le dépistage des pneumocoques à sensibilité réduite aux fluoroquinolones est réalisé en mesurant la sensibilité à la norfloxacine. Si le diamètre autour du disque de norfloxacine (5 ug) est inférieur à 10 mm et/ou si la CMI est > 16 µg/ml, il existe un risque élevé de sélection in vivo de mutants résistants aux fluoroquinolones et d'échec clinique.

            10 La résistance à la télithromycine doit être vérifiée par un nouveau test en l'absence de CO2.

            Tableau 14. Diamètre de la zone de diffusion du disque Kirby-Bauer et normes d'interprétation CMI pour S. pneumoniae comme recommandé par EUCAST

            Les données proviennent du site Web du Comité européen sur les tests de sensibilité aux antimicrobiens (EUCAST), http://www.eucast.org external icon , version 1.3, décembre 2010.

            Diamètre de la zone de diffusion du disque Kirby-Bauer et normes d'interprétation CMI pour S. pneumoniae, comme recommandé par l'EUCAST
            Antimicrobien
            Agent/Classe
            Disque
            Teneur
            Diamètre de zone,
            Entier le plus proche mm
            Interprétation MIC
            Norme (µg/ml)
            S R S R
            PÉNICILLINES 1
            Oxacilline (écran) 1,2 1 µg &ge 20 < 20 &ndash &ndash
            Benzylpénicilline 1,2,3 &ndash &ndash &le 0.064 > 2
            CEPHEMS
            Céfotaxime 4,5
            Ceftriaxone 4,5
            &ndash
            &ndash
            &ndash
            &ndash
            &le 0.5
            &le 0.5
            > 2
            > 2
            MACROLIDE
            Érythromycine 6 15 µg &ge 22 < 19 &le 0.25 > 0.5
            INHIBITEURS DE LA VOIE FOLATE
            Triméthoprime-sulfaméthoxazole (cotrimoxazole) 7 1,25/23,75 µg &ge 18 < 15 &le 1 >2
            TÉTRACYCLINES
            Tétracycline 8 30 µg &ge 23 < 20 &le 1 > 2
            FLUOROQUINOLONES9
            Lévofloxacine 9,10 5 µg &ge 19 < 19 &le 2 > 2
            LINCOSAMIDES
            Clindamycine 11 2 µg &ge 19 < 19 &le 0.5 > 0.5
            CÉTOLIDES
            Télithromycine 10 15 µg &ge 25 < 22 &le 0.25 > 0.5

            Notes de bas de page

            1 La plupart des valeurs de CMI pour la pénicilline, l'ampicilline, l'amoxicilline et la pipéracilline (avec ou sans inhibiteur de &bêta-lactamase) ne diffèrent que d'une étape de dilution et les isolats sont entièrement sensibles à la benzylpénicilline , voir note 2) peuvent être signalés sensibles aux agents &bêta-lactamines qui ont reçu des seuils de rupture.

            2 Dépister la résistance aux &bêta-lactamines avec le disque oxacilline 1 µg. Les isolats classés comme sensibles peuvent être signalés sensibles à la benzylpénicilline, à la phénoxyméthylpénicilline et aux aminopénicillines (avec ou sans inhibiteur de la bêta-lactamase), quelle que soit l'indication clinique. Les isolats classés comme résistants à l'oxacilline peuvent être signalés comme résistants à la benzylpénicilline et à la phénoxyméthylpénicilline dans la méningite. Pour les autres &bêta-lactamines, déterminer la CMI de l'agent considéré pour une utilisation clinique.

            3 Dans la méningite, seuls les isolats avec une CMI &le0,064 µg/ml (sensibles au dépistage sur disque d'oxacilline, voir note 2) doivent être classés comme sensibles à la benzylpénicilline, sinon ils doivent être déclarés résistants. Pour les indications autres que la méningite et la pneumonie, utilisez des seuils de 0,064 et 2 µg/ml.

            4 Les souches avec des valeurs de CMI supérieures au seuil de sensibilité sont très rares ou pas encore signalées. Les tests d'identification et de sensibilité aux antimicrobiens sur un tel isolat doivent être répétés et si le résultat est confirmé, l'isolat est envoyé à un laboratoire de référence. Jusqu'à ce qu'il y ait des preuves concernant la réponse clinique pour les isolats confirmés avec une CMI supérieure au seuil de résistance actuel, ils doivent être déclarés résistants.

            5 Dépister la résistance aux &bêta-lactamines avec le disque oxacilline 1 µg. Les isolats classés comme sensibles peuvent être signalés sensibles au céfépime, au céfotaxime, au cefpodoxime, à la ceftriaxone et au céfuroxime, et au céfuroxime axétil. Les isolats classés comme résistants à l'oxacilline doivent être testés avec une méthode CMI avec l'agent considéré pour une utilisation clinique.

            6 L'érythromycine peut être utilisée pour déterminer la sensibilité à l'azithromycine, à la clarithromycine et à la roxithromycine.

            7 Triméthoprime-sulfaméthoxazole dans le rapport 1:19. Les points de rupture sont exprimés en concentration de triméthoprime.

            8 Les isolats sensibles à la tétracycline sont également sensibles à la doxycycline et à la minocycline. Certains isolats résistants à la tétracycline peuvent être sensibles à la minocycline et/ou à la doxycycline.

            9 Le test de diffusion sur disque de norfloxacine peut être utilisé pour dépister la résistance aux fluoroquinolones. Les isolats classés comme sensibles peuvent être signalés sensibles à la lévofloxacine et à la moxifloxacine et intermédiaires à la ciprofloxacine et à l'ofloxacine. Les isolats classés comme résistants doivent être testés pour leur sensibilité aux agents individuels.

            10 Les seuils pour la lévofloxacine se rapportent à un traitement à haute dose.

            11 La résistance inductible à la clindamycine ne peut être détectée qu'en présence d'un antibiotique macrolide. Dans les tests de diffusion sur disque, recherchez un antagonisme apparent de la clindamycine par l'érythromycine (test D).

            la normalisation et le CQ doivent être effectués dans chaque laboratoire conformément aux directives normalisées présentées dans ce manuel.

            Les méthodes de conservation et de stockage des isolats et les méthodes détaillées de transport des isolats conformément aux réglementations internationales sont présentées au Chapitre 14 : Stockage et expédition des isolats. N. meningitidis, S. pneumoniae, et H. influenzae.

            Avec l'augmentation des tests de résistance aux antimicrobiens effectués en dehors des laboratoires de référence internationaux, les bandelettes de test à gradient antimicrobien constituent une méthode d'évaluation à la fois pratique et fiable. Ils nécessitent moins d'expertise technique que les tests MIC par des méthodes de dilution, mais donnent des résultats comparables. Conservez les bandelettes de test à gradient antimicrobien comme recommandé par le fabricant, généralement à 4°C ou dans un congélateur à -20°C.

            Bien que ce manuel serve de guide général pour l'utilisation des bandes de gradient antimicrobiens, suivez toujours les instructions du fabricant, car certaines combinaisons antibiotique-bactérie (&ldquodrug-bug&rdquo) ont des exigences de test spéciales.

            Ce manuel de laboratoire suggère donc d'utiliser de la gélose Mueller-Hinton avec 5 % de sang de mouton pour effectuer des tests de sensibilité aux antimicrobiens de S. pneumoniae avec les bandelettes de test antimicrobiennes (sauf lors des tests de sensibilité au triméthoprime-sulfaméthoxazole (cotrimoxazole), auquel cas du sang de cheval doit être utilisé à la place du sang de mouton). Des plaques de 100 mm ou de 150 mm peuvent être utilisées, selon le nombre de bandelettes réactives antimicrobiennes utilisées par échantillon (Figures 4 et 5). Deux bandelettes de test antimicrobiennes différentes peuvent être placées dans des directions de gradient opposées sur une plaque de 100 mm. Ce manuel de laboratoire suggère qu'afin d'éviter le chevauchement des zones d'inhibition de la croissance, pas plus de cinq bandelettes de test antimicrobiens soient utilisées sur une plaque de 150 mm. Selon les combinaisons bactéries/antimicrobiens, cinq bandes sur une plaque de 150 mm peuvent conduire à des ellipses qui se chevauchent. Si cela se produit, refaire le test en utilisant quatre bandelettes par plaque.

            Les isolats à tester doivent être repiqués sur une plaque de gélose au sang et incubés dans un CO2-atmosphère renforcée (5% CO2 dans un CO2-incubateur ou pot d'extinction de bougie) à 35±2°C pendant 20-24 heures avant le test. Si l'organisme a été congelé, il doit être repiqué deux fois lorsqu'il est sorti du congélateur avant de procéder aux tests de sensibilité.

            Réchauffer le bouillon Mueller-Hinton ajusté en cations (CAMHB) à 35°C avant utilisation. Laissez les bandes de gradient qui seront utilisées dans le lot de tests se réchauffer à température ambiante (25 ° C). Il est recommandé de suivre les instructions sur la notice incluse avec les bandes de dégradé.

            1. À l'aide d'un coton-tige stérile, toucher la surface d'une à quatre colonies isolées morphologiquement identiques. Immerger l'applicateur dans un tube contenant du CAMHB stérile. Frottez légèrement l'applicateur contre la paroi du tube pour libérer une petite quantité de croissance dans le liquide. Boucher le tube et mélanger les cellules à l'aide d'un vortex pour former une suspension, en veillant à ne pas former de mousse ou de bulles dans la suspension lors du mélange des cellules. Ajuster la turbidité de l'inoculum à celle d'un étalon de turbidité McFarland 0,5 (environ 1 à 4 x 108 CFU/ml). La préparation d'un étalon de turbidité McFarland est décrite en annexe. Si la turbidité de l'inoculum est supérieure à l'étalon, le diluer avec du CAMHB pour égaler la turbidité de l'étalon. Cette suspension doit être utilisée dans les 15 minutes.
              • Effectuez des comptages réguliers des colonies pour vérifier que la densité de la suspension d'inoculum est correcte. Par exemple, diluer la suspension 1:100 et repiquer 10 µl sur les milieux recommandés. Un inoculum acceptable devrait donner environ 100 à 500 colonies. Il n'est pas nécessaire d'effectuer des comptages de colonies sur chaque isolat testé.
            2. Laisser sécher la plaque jusqu'à 15 minutes. Assurez-vous que la plaque est entièrement sèche avant de continuer. Pendant que la plaque sèche, retirez les bandelettes de test antimicrobiennes de la chambre froide (4°C ou -20°C, selon les recommandations du fabricant) et laissez les bandelettes qui seront utilisées dans le lot de test se réchauffer à température ambiante (25°C). Remettez les bandelettes qui ne seront pas utilisées dans ce lot de tests en chambre froide.
            3. Placer les bandelettes de test antimicrobiens sur la plaque de gélose séchée et inoculée avec un applicateur ou une pince stérile (Figures 4 et 5).Assurez-vous que les valeurs MIC imprimées sont orientées vers le haut (c'est-à-dire., que la surface inférieure de la bandelette contenant le gradient antimicrobien est en contact avec la gélose). Alternativement, des applicateurs robotisés de bandes dégradées sont disponibles auprès de certains fabricants. Une fois appliqué, ne déplacez pas les bandes de gradient antimicrobien car le médicament diffuse dans la gélose immédiatement au contact.
            4. Incuber les plaques en position inversée dans un CO2-atmosphère enrichie (2-5% CO2) pendant 20&ndash24 heures à 37°C. Un pot d'extinction de bougie peut être utilisé si un CO2 l'incubateur n'est pas disponible.
              • Suivez toujours les instructions du fabricant incluses avec chaque paquet de bandelettes, car les conditions d'incubation peuvent varier selon la combinaison organisme-antimicrobien (ou &ldquodrug-bug&rdquo).
            5. Après l'incubation, une ellipse de croissance bactérienne se formera sur la plaque autour de la bandelette et la bandelette réactive pourra être lue. Il est important d'examiner les résultats du CQ avant de lire et d'interpréter les bandelettes de test antimicrobien MIC.

            Lecture et interprétation des bandes de dégradé

            Lire la CMI au point où la zone d'inhibition croise l'échelle CMI sur la bande. Utilisez une lumière oblique pour examiner attentivement le point final. Une loupe peut être utilisée si nécessaire. Lire au point d'inhibition complète de toute croissance, y compris les troubles. Un guide de lecture des bandes de gradient, qui montre les effets liés aux organismes, les effets liés aux médicaments, les effets liés aux mécanismes de résistance et les effets techniques et de manipulation, est disponible sur : http://www.abbiodisk.com/pdf/pi/75002206 .pdf icône pdf [1,68 Mo, 2 pages] icône externe .

            Enregistrez d'abord les résultats du CQ. Si les zones produites par la souche de contrôle sont en dehors des plages attendues (voir les tableaux 2, 3 et 5, selon les souches et les lignes directrices utilisées), le laboratoire doit considérer les sources possibles d'erreur. Étant donné que les résultats des tests de sensibilité aux antimicrobiens peuvent être affectés par de nombreux facteurs qui ne sont pas nécessairement associés à la sensibilité réelle de l'organisme (p. II ci-dessus). Si tous les agents antimicrobiens sont dans la plage de contrôle, lisez les CMI de test. Notez toutes les observations inhabituelles telles qu'une zone d'abattage incomplet (points finaux de fuite) ou des colonies uniques se développant à l'intérieur de l'ellipse.

            Les marques de gradation sur la bande de gradient correspondent aux concentrations de dilution standard de 2 fois pour la méthode de dilution en gélose, mais incluent également des incréments entre ces valeurs standard. Les valeurs standard sont utilisées pour l'interprétation et la communication des résultats des tests de sensibilité aux antimicrobiens. Il est conseillé que la lecture réelle de la valeur de la bandelette et la valeur standard immédiatement supérieure (c. Par exemple, si vous testez la sensibilité d'un isolat à la pénicilline, une CMI enregistrée à partir des gradations sur la bande de gradient pourrait être de 0,094 µg/ml, cependant, la CMI rapportée serait de 0,125 µg/ml.

            Le fabricant des bandes de gradient recommande de suivre les points d'arrêt CMI développés pour la microdilution en gélose et en bouillon. Points d'arrêt d'interprétation pour S. pneumoniae les combinaisons antimicrobiennes du CLSI (tableau 12), du CA-SFM (tableau 13) et de l'EUCAST (tableau 14) sont présentées.


            Les tests sanguins Aβ sont-ils prêts pour les heures de grande écoute ?

            En l'espace de deux ans, le fantasme d'autrefois d'un test sanguin pour la maladie d'Alzheimer est devenu réalité. Ou alors il semble. Lors de la conférence internationale 2017 de l'Association Alzheimer à Londres, Randall Bateman, Washington University, St. Louis, avait épaté le public en montrant comment un test de spectroscopie de masse de plasma extrêmement sensible a détecté une minuscule baisse du rapport Aβ42/40 qui était corrélée avec des analyses TEP positives pour l'amyloïde cérébrale (actualités de la conférence de juillet 2017). Les scientifiques voulaient voir cela se reproduire dans d'autres cohortes. Lors de l'AAIC de cette année, qui s'est tenu du 14 au 18 juillet à Los Angeles, les présentations sur les mesures de l'Aβ plasmatique ont abondé. Depuis l'été dernier, jusqu'à 11 tests différents, à la fois par spectrométrie de masse et par immunoessais, ont corrélé l'Aβ42/40 plasmatique avec l'Aβ du LCR et l'amyloïde dans le cerveau. Le plasma Aβ est-il prêt pour les heures de grande écoute ? A l'AAIC, certains chercheurs ont dit oui, mais d'autres ont tempéré leur enthousiasme. Un désaccord entre les spécifications de masse et les immunoessais est apparu comme un point de friction.

            • Le plasma Aβ apparaît aussi bon que le LCR ou la TEP pour le diagnostic.
            • Les tests sanguins réduisent le temps, le coût du dépistage de l'amylose.
            • Mais les tests ne concordent pas tous.

            Paul Aisen, Université de Californie du Sud, San Diego, était dans le premier camp. "Les dosages plasmatiques sont excellents", a-t-il déclaré à Alzforum. "Quand ils sont sortis, je me suis dit:" Tout est différent maintenant, mais nous devons confirmer. " Eh bien, cela a été confirmé. " Aisen est prêt à utiliser les tests plasmatiques dans les essais cliniques, bien qu'il voit une marge de croissance. "Ces tests ne sont pas dans leur état final et chaque amélioration fera une différence", a-t-il déclaré.

            Bateman est aussi gung ho. "Je suis convaincu que cela fonctionnera", a-t-il déclaré à Alzforum. « En fait, ça marche. Nous pouvons prélever des échantillons de différents centres et les exécuter dans notre test de spécification de masse et trouver un accord total », a-t-il déclaré, notant que le test est si robuste que les données de différentes sources peuvent être regroupées pour analyse. Bateman a co-fondé C2N Diagnostics, St. Louis, qui développe des tests plasmatiques, y compris pour Aβ.

            D'autres étaient plus prudents, citant un manque de corrélation entre les tests immunologiques et entre eux et les tests de masse. Cela pourrait refléter des problèmes méthodologiques, ou différentes formes ou pools d'Aβ dans le plasma, notés Henrik Zetterberg, Université de Göteborg, Suède. Si ces pools réagissent différemment avec différents anticorps, cela pourrait impliquer quelque chose d'important sur la biologie sous-jacente, ont suggéré certains chercheurs. Oskar Hansson, Université de Lund, Suède, est également de cet avis. "Nous avons besoin de grandes études, c'est-à-dire plusieurs centaines de cas, comparant différents dosages d'Aβ plasmatique dans la même population avec le même standard de vérité", a-t-il déclaré à Alzforum.

            Éparpillement ? Quelques exemples d'un round robin comparant 11 tests de masse et immunoessais différents. Il a trouvé des corrélations généralement faibles pour les mesures de A??42. Ce peptide semble être particulièrement volage, car les mêmes tests ont affiché des corrélations légèrement meilleures pour mesurer l'A plasmatique??40. Les lignes rouges en pointillés représentent des corrélations parfaites. [Avec l'aimable autorisation de Henrik Zetterberg et Kaj Blennow, Université de Göteborg.]

            Essais à gogo
            Depuis 2017, Akinori Nakamura et Colin Maîtres et ses collègues ont publié une méthode de spécification de masse pour mesurer le rapport Aβ40/42. Elle est développée par Shimadzu Corp. L'équipe d'UGothenburg a optimisé son propre test de spécification de masse IP, et la société espagnole Araclon a travaillé sur un tel test de spécification de masse. service depuis quelques années déjà. Divers immunoessais existent également, certains actuellement en interne, d'autres disponibles dans le commerce (voir tableau ci-dessous). Tous sont testés sur diverses cohortes.

            À l'AAIC, Bateman a signalé que son groupe avait testé le plasma de 158 autres personnes, les membres de la quatrième d'une lignée de cohortes suivies au Knight Alzheimer's Disease Research Center de WashU. Comme ce fut le cas dans un précédent échantillon de 164 personnes, le rapport plasmatique Aβ42/40 était à nouveau étroitement corrélé à la fois au rapport CSF Aβ42/40 et à l'amyloïde cérébrale évaluée par TEP. Au total, le test plasma WashU a prédit l'amylose avec une spécificité et une sensibilité de 76 et 88 %, respectivement, a déclaré Bateman. Dans l'analyse statistique de la courbe de l'opérateur du récepteur, cela équivalait à une aire sous la courbe de 0,88. L'AUC s'est améliorée à 0,94 lorsque les chercheurs ont pris en compte l'âge et le statut ApoE4, ce qui rend ce test Aβ plasmatique aussi bon que le LCR ou la TEP pour diagnostiquer l'amylose. Dirigé par Suzanne Schindler dans le laboratoire de Bateman, ce travail est sorti le 1er août dans Neurology (Schindler et al., 2019).

            Ce test de spécification de masse avait un pouvoir prédictif. Sur huit personnes dont les TEP amyloïdes étaient négatives au départ mais positives au suivi, sept avaient des tests plasmatiques de départ qui étaient déjà positifs, tombant sous la valeur seuil de 0,1218 pour le rapport Aβ42/40. En d'autres termes, dans ce petit échantillon, les personnes amyloïdes négatives par TEP mais amyloïdes positives par spectrométrie de masse plasmatique étaient 15 fois plus susceptibles d'être positives à la TEP plus tard que les personnes plasmatiques négatives au départ.

            Et les autres cohortes ? À Los Angeles, Bateman a rapporté les résultats de tests d'échantillons de l'étude Australian Imaging and Biomarkers Lifestyle, de l'étude suédoise BioFINDER et de l'Alzheimer Disease Neuroimaging Initiative. Le test plasma a prédit le statut TEP avec des AUC de 0,87, 0,83 et 0,85 pour AIBL, BioFINDER et ADNI, respectivement. Encore une fois, l'ajout d'ApoE4 dans l'équation a augmenté ces AUC à 0,93, 0,90 et 0,87. Les seuils Aβ42/40 pour la positivité amyloïde se sont avérés être de 0,1235, 0,1234 et 0,1269 pour AIBL, BioFINDER et ADNI, respectivement, ce qui est proche du ratio de 0,1218 calculé pour la cohorte WashU. Combinées, pour un total de 468 sujets, ces trois cohortes de réplication ont renvoyé un seuil de 0,1234.

            De leur côté, les immunoessais affichent des résultats similaires. À l'AAIC, Hansson a examiné l'analyse de ses groupes du test immunologique plasma Elecsys de Roche Diagnostic. Ces données sont apparues le 24 juin dans JAMA Neurology (actualités de juin 2019) et Alzforum les a couvertes en profondeur. En bref, ce test a prédit la positivité amyloïde chez 842 personnes dans BioFINDER avec une précision d'environ 80 pour cent, légèrement moins que le test WashU. Dans une cohorte de validation de 237 volontaires dans une étude prospective en Allemagne, le test immunologique Elecsys a donné de meilleurs résultats, donnant une ASC de 0,86. Dans la cohorte suédoise, l'ajout d'ApoE a augmenté l'ASC à 0,87 dans la cohorte allemande, le génotypage n'était pas disponible. À Los Angeles, Hansson a également signalé que parmi 335 personnes cognitivement normales, le test plasma Elecsys a prédit qui serait atteint de démence au cours des six prochaines années.

            Comparaison tête-à-tête: un peu poilu
            Comment les différents dosages plasmatiques se comparent-ils ? Deux présentations de l'AAIC ont abordé cette question. Hansson a présenté des données préliminaires comparatives pour quatre de ces tests : le test immunologique Elecsys de Roche, le test ELISA de Shimadzu d'EUROIMMUN et la puce à molécule unique à base d'anticorps de Quanterix (Simoa). Tous, sauf le test Quanterix, ont prédit de la même manière le statut de TEP amyloïde chez 199 personnes cognitivement normales. Les AUC Elecsys, EUROIMMUN et Shimadzu étaient de 0,81, 0,76 et 0,82, respectivement, le test Simoa a affiché un 0,59. L'ajout du génotype APOE a amélioré ces valeurs à 0,86, 0,84, 0,87 et 0,79.

            Cependant, lorsque vous prélevez un ensemble donné d'échantillons, les différents dosages mesurent-ils la même quantité absolue d'Aβ ? Ici, ça devient délicat. Zetterberg a présenté une comparaison de 11 dosages plasmatiques différents d'Aβ42/40 effectués sur 11 sites différents (voir tableau ci-dessous). Co-dirigé par Kaj Blennow, également à UGothenburg, cette étude à tour de rôle était un projet du Global Biomarkers Standardization Consortium. L'idée était de sélectionner des échantillons de plasma dans une large gamme de concentrations d'Aβ et d'envoyer des aliquotes de 0,25 millilitre à chaque laboratoire participant, qui a testé ces aliquotes identiques sur leurs plateformes respectives. Contrairement aux travaux résumés dans cette histoire jusqu'à présent, cette étude n'a pas évalué la précision diagnostique d'un test donné par rapport à la TEP amyloïde. Au contraire, il a déterminé comment les différents tests étaient corrélés les uns aux autres lorsqu'ils étaient tous présentés avec la même quantité d'un analyte donné - Aβ40 et Aβ42 - dans des échantillons identiques.

            Qui a participé. Un round robin a comparé 11 dosages différents pour l'Aβ plasmatique menés sur 11 sites différents. [Image reproduite avec l'aimable autorisation de Henrik Zetterberg et Kaj Blennow, Université de Göteborg.]

            Alors, comment les tests correspondent-ils? Bref, pas bien, du moins pour Aβ42. Présentant diapositive après diapositive des corrélations par paires, Zetterberg a montré des résultats largement dispersés plutôt que de s'entasser parfaitement autour d'une ligne. Par exemple, les valeurs Elecsys pour Aβ42 correspondaient mal aux données MS de UGothenburg, Shimadzu et WashU, ces dernières atteignant la corrélation la plus élevée de seulement 0,22 (voir l'image ci-dessous). Les corrélations de 0,27 et 0,46 entre les tests Elecsys et Simoa utilisés par l'UPenn et l'UAmsterdam, respectivement, étaient légèrement meilleures, mais toujours faibles. Les meilleures corrélations, d'environ 0,6, ont émergé parmi les tests de spectrométrie de masse UGothenburg, Araclon et Shimadzu. Le calcul du rapport Aβ42/40 n'a pas aidé, a déclaré Zetterberg à Alzforum.

            Des corrélations plus étroites, comprises entre 0,6 et 0,7, sont apparues pour la mesure de l'Aβ40, qui est moins collante et se produit à une concentration plasmatique 10 fois plus élevée que l'Aβ42. Pourtant, Aβ42 est le principal moteur de la pathologie amyloïde et l'indicateur de l'amylose.

            Tête à tête. Dans cet aperçu des corrélations de l'étude à tour de rôle plasma Aβ, le vert indique des corrélations étroites entre deux tests donnés, rouge, des corrélations faibles. [Avec l'aimable autorisation de Henrik Zetterberg et Kaj Blennow, Université de Göteborg.]

            Dans l'ensemble, dans ce round robin, les méthodes de spécification de masse ont montré moins de variance entre elles que les immunoessais, a déclaré Zetterberg. Cela a suscité un débat sur la question de savoir si les immunoessais ou la spécification de masse seront meilleurs. Avec le premier, différents anticorps pourraient détecter différents pools d'Aβ. Ces derniers sont plus difficiles à mettre à l'échelle et dépendent d'au moins un anticorps pour l'immunoprécipitation avant la spectrométrie de masse. Viennent ensuite des comparaisons plus larges avec différents groupes cliniques. "Avant que de telles études n'aient été faites, je n'oserais pas dire que toutes les méthodes de SEP sont supérieures à tous les immunoessais", a déclaré Hansson.

            Jonathan Schott, University College London, a également trouvé un désaccord entre la SEP et les immunoessais. En collaboration avec Zetterberg et Blennow, l'équipe de Schott a comparé le Quanterix Simoa aux analyses de masse spéc. effectuées à UGothenburg. Le plasma provenait de la cohorte de naissance britannique de 1946, qui est unique en ce que ses participants, venus de tout le Royaume-Uni, sont tous nés la même semaine en mars de la même année. Ils ont été suivis cliniquement depuis la naissance, et au cours des dernières années, des biomarqueurs liquides et PET ont été ajoutés.

            Pour chaque volontaire, le sang a été collecté à la même heure de la journée, dans les mêmes conditions de jeûne, et traité et congelé de la même manière, a déclaré Schott. Les scientifiques ont ensuite mesuré Aβ40 et Aβ42 dans le plasma de 414 volontaires cognitifs normaux de la cohorte.

            Pour Aβ40, Simoa et les données de spécification de masse concordaient assez bien, tout comme dans le tournoi à la ronde. Pour l'ensemble d'échantillons complet, Quanterix a renvoyé une médiane de 288 pg/mL et une spécification de masse de 284 pg/mL, et en comparant échantillon par échantillon, les deux tests étaient corrélés avec un coefficient de 0,44.

            Pour Aβ42, l'histoire était différente. La spécification de masse mesurait des valeurs plus élevées, donnant une médiane de 28,4 pg/mL contre 19,5 pg/mL pour Quanterix, et la corrélation échantillon par échantillon avait un faible coefficient de 0,22. Indépendamment du fait qu'un participant ait eu un PET scan amyloïde positif ou négatif, le MS a mesuré plus d'Aβ42 dans le sang que le test Quanterix.

            Ces différences sont importantes. Schott a découvert que le test de spectrométrie de masse Aβ42/40 prédisait mieux la positivité de la TEP que le test Quanterix Simoa, avec une ASC (non corrigée pour l'âge ou le statut ApoE) de 0,82 sur 0,61.

            Pourquoi les méthodes ne s'accordent-elles pas ? Zetterberg pense que ce ne sont pas seulement les tests eux-mêmes, car ces mêmes tests ont montré des corrélations étroites lorsqu'ils sont utilisés pour mesurer Aβ42 dans le LCR. Les scientifiques de l'AAIC ont déclaré que le problème était probablement le plasma. D'une part, le plasma présente des effets matriciels difficiles, ce qui signifie que le mélange complexe de différents solutés dans la solution peut provoquer des résultats erronés. Diluer le plasma pour obtenir une matrice plus proche du CSF pourrait aider, mais les concentrations en Aβ seront alors extrêmement faibles, nécessitant des tests encore plus sensibles, a déclaré Zetterberg. Il se peut également que certains tests soient particulièrement sensibles aux détails de la manipulation des échantillons, qui varient d'un centre à l'autre. Les immunoessais peuvent mesurer différents pools d'Aβ et à 10 à 40 picogrammes par millilitre, la concentration d'Aβ42 dans le plasma oscille toujours dangereusement près de la limite de détection.

            sanglant compliqué. Le plasma Aβ provient des plaquettes, du cerveau et des organes périphériques. Les conditions systémiques influencent la concentration plasmatique d'Aβ. [Avec l'aimable autorisation de Yan-Jiang Wang, Nature 2017.]

            La corrélation entre les tests est-elle importante tant qu'ils diagnostiquent l'amylose ? Les scientifiques semblaient divisés sur ce point. Blennow voit des problèmes sur la route. "Lorsque différents laboratoires utilisent différents dosages sur des aliquotes identiques contenant une quantité donnée d'Aβ42 et qu'ils mesurent des quantités assez différentes, c'est un problème", a-t-il déclaré (voir Blennow Q&A). Colin Maîtres, Université de Melbourne, Australie, a fait écho au sentiment, tout comme Ralph Martin de l'Université Edith Cowan, Perth, Australie. Ils ont dit que parce que la différence d'Aβ42 plasmatique entre les témoins et les personnes positives à l'amyloïde est si petite pour commencer, tout phénomène biologique qui influence la concentration d'Aβ dans le sang pourrait faire pencher la mesure. Ces phénomènes comprennent l'hypertension artérielle, le diabète et l'hypoxie, ainsi que des facteurs liés au mode de vie, tels que l'exercice.

            Martins a étudié l'effet de l'activité physique sur l'Aβ42 plasmatique et est arrivé à un résultat surprenant. Bien que les preuves soient solides que l'activité physique puisse protéger le cerveau de la démence, parmi tous les témoins sains de l'AIBL, ceux qui ont enregistré une activité physique élevée au cours des sept jours précédents avaient moins d'Aβ42 dans leur plasma que ceux qui avaient signalé une activité faible ou moyenne. Moins d'Aβ42 plasmatique pourrait être interprété comme signifiant que ces personnes avaient plus d'amyloïde dans le cerveau que les personnes qui faisaient moins d'exercice. "La tendance est exactement à l'opposé de ce à quoi vous pourriez vous attendre", a déclaré Martins.

            La tendance s'est maintenue chez les témoins sains testés négatifs pour l'amyloïde cérébrale par TEP, mais chez les personnes positives pour l'amyloïde, l'activité physique semblait n'avoir aucun effet sur l'Aβ42 plasmatique. Martins a qualifié les résultats de perplexes et a supposé que l'exercice pourrait favoriser la dégradation de l'Aβ. "Le message à retenir est que les facteurs liés au mode de vie, en particulier l'exercice, peuvent influencer les taux plasmatiques d'Aβ et doivent être contrôlés", a déclaré Martins.

            Ces préoccupations ont incité une étude à WashU, où 1 000 personnes atteintes de maladies courantes telles que l'hypertension, le cancer et le diabète sont inscrites pour une surveillance, des prises de sang périodiques et une TEP amyloïde dans le but d'apprendre comment divers problèmes de santé affectent leur sang Aβ42 /40 et sa capacité à prédire leur amylose cérébrale.

            Pendant ce temps, les entreprises font pression pour commercialiser les tests plasmatiques. C2N et Shimadzu vendent déjà des tests de masse à quelques groupes, et les autres sociétés ne sont pas loin derrière. Les enjeux sont élevés. Les tests plasma marqueront le début d'une nouvelle ère de diagnostic et de pronostic dans le domaine de la MA.Les scientifiques de l'AAIC étaient étourdis par les perspectives de dépistage plus efficace et à moindre coût pour les essais cliniques. Ils envisagent de mener des essais plus courts avec des changements dans l'Aβ plasmatique comme lectures, ou de revenir à des milliers d'échantillons de sang stockés à partir d'essais précédents pour démêler les effets biologiques qui auraient pu être manqués. Même des questions de base telles que l'incidence de la maladie d'Alzheimer dans les pays en développement seront plus faciles à répondre avec un test sanguin fiable.

            Bateman et Hansson ont tous deux souligné les économies offertes par les tests plasma. Bateman a calculé que dans un essai tel que A4, qui utilisait la PET amyloïde comme critère d'inclusion, un test plasma pourrait réduire le temps de dépistage de trois ans à six mois et réduire les coûts de 10 fois. Hansson a estimé qu'un test plasma Aβ pourrait réduire de moitié le nombre de TEP nécessaires pour inscrire 1 000 personnes, économisant ainsi environ 4 millions de dollars. Pour sa part, Schott a basé son estimation sur un prix de 3 000 $ pour un TEP et un montant présumé de 400 $ pour un test sanguin, calculant une économie d'environ 3,5 millions de dollars pour un essai de 500 participants.

            Cette hypothèse de prix peut s'avérer optimiste. Chez AAIC, les entreprises commercialisaient leurs tests plasmatiques auprès de clients tels que des sociétés pharmaceutiques et de grands groupes universitaires qui planifiaient des essais de traitement et devaient réduire les coûts de dépistage. Les entreprises évaluent ce qu'elles seront en mesure de facturer, mais lorsqu'on les interroge sur le prix, elles se sont montrées circonspectes. Lorsqu'ils ont été pressés, les représentants de Shimadzu ont admis qu'ils vendaient actuellement leur service au Japon à un prix catalogue d'environ 1 000 $ par test et à un taux négocié réel compris entre 500 $ et 900 $. Shimadzu a l'intention de commencer à vendre à des fins de recherche aux États-Unis cet automne. Ses représentants ont déclaré à Alzforum que la structure tarifaire n'était pas encore fixée, mais qu'elle serait légèrement inférieure à celle du Japon.

            Comme Shimadzu et Araclon, C2N vend son test en tant que service, où le plasma est expédié à son laboratoire central et analysé sur les machines de masse de l'entreprise. Les représentants de C2N ont déclaré à Alzforum que le prix actuel pour l'utilisation pharmaceutique et de recherche s'élevait à environ 700 $ par échantillon. Comme celui de Shimadzu, il est négocié. Le prix de C2N varie en fonction du nombre de tests achetés et du fait que le client partage ou non les données que C2N pourrait utiliser dans sa demande d'approbation par la FDA. C2N a obtenu la validation de percée de la FDA pour son test plasma Aβ de spécification de masse et prépare une demande d'approbation.

            "C'est notre soirée de coming-out" Joël Braunstein de C2N a déclaré à Alzforum lors de l'AAIC. « Nous nous préparons à défendre notre produit. Nous avons ici 30 réunions pour déterminer quels prix les groupes pharmaceutiques et universitaires jugent acceptables. Tout le monde nous demande combien ça va coûter ! Nous envisageons moins de 1 000 $ par analyte. » Pour un Q&A sur le développement de tests sanguins robustes dans la maladie d'Alzheimer, voir la partie 10 de cette série. —Tom Fagan et Gabrielle Strobel


            Glycémie basse

            L'hypoglycémie, ou hypoglycémie, survient lorsque votre glycémie est trop basse. La glycémie peut chuter si vous avez manqué un repas ou si vous avez attendu trop longtemps pour manger. L'exercice rigoureux diminue également la glycémie, ainsi que la consommation de boissons alcoolisées. Certains médicaments peuvent faire baisser la glycémie. Vous pouvez prévenir l'hypoglycémie en mangeant régulièrement. Si vous souffrez d'hypoglycémie, manger quelques morceaux de bonbons durs, boire une tasse de lait de 8 onces ou boire 1/2 tasse de jus de fruits peut rapidement augmenter les niveaux.


            Quand devriez-vous vérifier vos taux de glucose non à jeun ?

            Discutez avec votre médecin de la fréquence à laquelle vous devez vérifier votre glycémie. Les tests dépendront du type de médicament contre le diabète que vous prenez, ainsi que de votre taux de glucose global (alias taux d'A1C). Si vous débutez avec l'insuline, vous devrez probablement vérifier votre glycémie plusieurs fois par jour. D'autres personnes atteintes de diabète peuvent n'avoir besoin de vérifier leur taux que quelques fois par semaine.

            Vous devrez peut-être occasionnellement vérifier votre glycémie à des moments sans rapport avec un repas ou l'heure du coucher. Par exemple, si votre médecin a récemment modifié votre médicament contre le diabète, il peut vous demander de surveiller votre glycémie plus fréquemment tout au long de la journée afin d'évaluer l'efficacité de vos nouveaux médicaments.

            Vous pouvez également ressentir une glycémie élevée lorsque vous êtes malade, car cela peut faire partie de la réponse naturelle du corps à la lutte contre une infection, selon les National Institutes of Health. Par conséquent, si vous avez un rhume, vous devrez peut-être vérifier votre glycémie plus fréquemment. La glycémie peut également être élevée pendant la grossesse ou en période de stress.

            Si vous ressentez des symptômes d'hypoglycémie, vérifiez votre glycémie dès que possible. C'est le seul moyen de confirmer qu'il est bas, selon l'ADA.

            Cependant, ce n'est pas une bonne idée de vérifier votre glycémie sans raison claire. "Les points de données significatifs fournis par les lectures de glycémie sont généralement liés à un repas", explique le Dr Hafida. Vérifier la glycémie au hasard, en particulier directement après un repas, peut être trompeur et peut vous amener à ajuster incorrectement votre apport en médicaments ou en glucides.


            Voir la vidéo: Le prélèvement sanguin (Décembre 2021).